Аннотация
Естественные киллеры (NK-клетки) – популяция клеток врожденного иммунитета, обладающая цитотоксическими функциями и участвующая в защите организма от вирусов и трансформированных клеток. Развитие плаценты во многом определяется взаимодействием децидуальных NK-клеток и клеток трофобласта. При наступлении беременности NK-клетки аккумулируются вокруг клеток трофобласта, принимая участие в регуляции пролиферации, миграции и инвазии трофобласта за счет секреции цитокинов и ростовых факторов. Трофобласт в свою очередь секретирует хемокины и экспрессирует лиганды к адгезионным рецепторам NK-клеток. Таким образом, регуляция функции трофобласта и NK-клеток носит взаимный характер. Несмотря на интенсивные исследования, роль NK-клеток и методы коррекции их функциональной активности в репродукции остаются спорными. Целью настоящего исследования явилось изучение с использованием нового методического подхода влияния белковых фракций лизата NK-клеток на фенотип, миграцию и апоптоз клеток трофобласта в модельном эксперименте in vitro. В результате хроматографического разделения было получено шесть фракций с различным набором входящих в их состав белков. Установлено, что интенсивность экспрессии поверхностного маркера CD105 (эндоглин) клетками трофобласта линии JEG-3 после их культивирования в присутствии высоко- (< 250 кДа) и низкомолекулярных (< 45 кДа) фракций лизата клеток линии NK-92 была снижена по сравнению со спонтанной экспрессией, при этом относительное количество клеток трофобласта с фенотипом CD105+ также оказалось ниже. Кроме того, низкомолекулярная фракция уменьшала интенсивность экспрессии рецептора TRAIL-R2 клетками трофобласта. Показано, что высокомолекулярные фракции не позволили клеткам трофобласта полностью мигрировать через полупроницаемую мембрану, при этом площадь, занимаемая мигрировавшими клетками, не превышала значение площади базового контроля. Установлено, что высокомолекулярная фракция, содержащая димер TGFβ, вызывает повышение уровня p-SMAD2/3 в клетках трофобласта через час после сокультивирования с последующим снижением содержания данной фосфорилированной формы через два и более часов, а также повышает уровень прокаспазы-3 через сутки после сокультивирования. Полученные данные гипотетически отражают возможное поведение клеток хориона под влиянием разрушающихся NK-клеток в случае их гибели как при физиологических, так и при патологических состояниях, вызванных вирусными и бактериальными инфекциями, а также другими стрессорными факторами, приводящими к репродуктивной патологии.
Литература
Del Zotto G, Marcenaro E, Vacca P, Sivori S, Pende D, Della Chiesa M, Moretta F, Ingegnere T, Mingari MC, Moretta A, Moretta L (2017) Markers and function of human NK cells in normal and pathological conditions. Cytometry. Part B, Clin Cytom 92: 100–114. https://doi.org/10.1002/cyto.b.21508
Mikhailova VA, Belyakova KL, Selkov SA, Sokolov DI (2017) Peculiarities of NK cells differentiation: CD56dim and CD56bright NK cells at pregnancy and in non-pregnant state. Med Immunol (Russia) 19: 19–26. https://doi.org/10.15789/1563-0625-2017-1-19-26
Zhang X, Wei H (2021) Role of decidual natural killer cells in human pregnancy and related pregnancy complications. Front Immunol 12: 728291. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.728291
Pitman H, Innes BA, Robson SC, Bulmer JN, Lash GE (2013) Altered expression of interleukin-6, interleukin-8 and their receptors in decidua of women with sporadic miscarriage. Hum Reprod 28: 2075–2086. https://doi.org/10.1093/humrep/det233
Tyshchuk EV, Mikhailova VA, Selkov SA, Sokolov DI (2021) Natural killer cells: origin, phenotype, function. Med Immunol (Russia) 23: 1207–1228. (In Russ.). https://doi.org/10.15789/1563-0625-NKC-2330
Díaz-Hernández I, Alecsandru D, García-Velasco JA, Domínguez F (2021) Uterine natural killer cells: from foe to friend in reproduction. Hum Reprod Update 27: 720–746. https://doi.org/10.1093/humupd/dmaa062.
Uckan D, Steele A, Cherry, Wang BY, Chamizo W, Koutsonikolis A, Gilbert-Barness E, Good RA (1997) Trophoblasts express Fas ligand: a proposed mechanism for immune privilege in placenta and maternal invasion. Mol Hum Reprod 3: 655–662. https://doi.org/10.1093/molehr/3.8.655
Pietra G, Vitale M, Moretta L, Mingari MC (2012) How melanoma cells inactivate NK cells. Oncoimmunology 1: 974–975. https://doi.org/10.4161/onci.20405
Hannan NJ, Jones RL, White CA, Salamonsen LA (2006) The chemokines, CX3CL1, CCL14, and CCL4, promote human trophoblast migration at the feto-maternal interface. Biol Reprod 74: 896–904. https://doi.org/10.1095/biolreprod.105.045518
Bazhenov DO, Mikhailova VA, Furaeva KL, Vyaz'mina LP, Sokolov DI, Sel'kov SA. (2022) The role of cytokines in maintaining the dynamics of cell-cell interaction between natural killer cells and trophoblast cells. Bull Exp Biol Med 172: 622–631. https://doi.org/10.1007/s10517-022-05444-z
Sokolov D, Gorshkova A, Markova K, Milyutina Y, Pyatygina K, Zementova M, Korenevsky A, Mikhailova V, Selkov S (2023) Natural killer cell derived microvesicles affect the function of trophoblast cells. Membranes 13: 213. https://doi.org/10.3390/membranes13020213
Milyutina YP, Korenevskii AV, Vasilyeva VV, Bochkovskii SK, Ishchenko AM, Simbirtsev AS, Sokolov DI, Selkov SA (2022) Caspase activation in trophoblast cells after interacting with microparticles produced by natural killer cells in vitro. J Evol Biochem Physiol 58: 1834–1846. https://doi.org/10.1134/S002209302206014
Korenevsky AV, Gert TN, Berezkina ME, Sinyavin SA, Mikhailova VA, Markova KL, Simbirtsev AS, Selkov SA, Sokolov DI (2022) Protein fractions of natural killer cell lysates affect the phenotype, proliferation and migration of endothelial cells in vitro. J Evol Biochem Physiol 58: S134–S150.
Korenevsky AV, Berezkina ME, Gert TN, Sinyavin SA, Selkov SA, Sokolov DI (2022) Phenotypic and functional characteristics of endothelial cells: the in vitro effects of protein fractions from the lysate of natural killer-derived microvesicles. Med Immunol (Russia) 24: 463–480. https://doi.org/10.15789/1563-0625-PAF-2376
Gong, JH, Maki G, Klingemann HG (1994) Characterization of a human cell line (NK-92) with phenotypical and functional characteristics of activated natural killer cells. Leukemia 8: 652–658.
Kohler PO, Bridson WE (1971) Isolation of hormone-producing clonal lines of human choriocarcinoma. J Clin Endocrinol Metab 32: 683–687. https://doi.org/10.1210/jcem-32-5-683.
Bass JJ, Wilkinson DJ, Rankin D, Phillips BE, Szewczyk NJ, Smith K, Atherton PJ (2017) An overview of technical considerations for Western blotting applications to physiological research. Scand. J. Med. Sci. Sports 27: 4–25. https://doi.org/10.1111/sms.12702
Sokolov DI, Markova KL, Mikhailova VA, Vyazmina LP, Milyutina YuP, Kozyreva AR, Zhdanova AA, Malygina DA, Onokhin KV, Ivanova AN, Korenevsky AV, Selkov SA (2019) Phenotypic and functional characteristics of microvesicles produced by natural killer cells. Med Immunol (Russia) 21: 669–688. https://doi.org/10.15789/1563-0625-2019-4-669-688.
Mano Y, Kotani T, Shibata K, Matsumura H, Kawachi F, Sugiyama C, Hironaka M, Tsuda H, Sumigama S, Hayakawa H (2010) P28 The role of endoglin in human extravillous trophoblast. Pregnancy Hypertens 1: S50. https://doi.org/10.1016/S2210-7789(10)60194-8
Duff SE, Li C, Garland JM, Kumar S (2003) CD105 is important for angiogenesis: evidence and potential applications. FASEB J 17: 984–992. https://doi.org/10.1096/fj.02-0634rev
Li DY, Sorensen LK, Brooke BS, Urness LD, Davis EC, Taylor DG, Boak BB, Wendel DP (1999) Defective angiogenesis in mice lacking endoglin. Science 284: 1534–1537. https://doi.org/10.1126/science.284.5419.1534
Бабышкина НН, Малиновская ЕА, Стахеева МН, Волкоморов ВВ, Уфандеев АА, Слонимская ЕМ (2010) Роль трансформирующего ростового фактора TGF-β1 в патогенезе рака молочной железы. Сибирский онкологический журнал 6: 63–70. [Babyshkina NN, Malinovskaya EA, Stakheyeva MN, Volkomorov VV, Ufandiev AA, Slonimskaya EM (2010) Role of transforming growth factor TGF-β1 in pathogenesis of breast cancer. Siberian Oncol J 6: 63–70. (In Russ)].
Yang D, Dai F, Yuan M, Zheng Y, Liu S, Deng Z, Tan W, Chen L, Zhang Q, Zhao X, Cheng Y (2021) Role of transforming growth factor-β1 in regulating fetal-maternal immune tolerance in normal and pathological pregnancy. Front Immunol 12: 689181. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.689181
Xiong S, Cheng JC, Klausen C, Zhao J, Leung PC (2016) TGF-β1 stimulates migration of type II endometrial cancer cells by down-regulating PTEN via activation of SMAD and ERK1/2 signaling pathways. Oncotarget 7: 61262–61272. https://doi.org/10.18632/oncotarget.11311
Zhu D, Zhao J, Lou A, Huang Q, OuYang Q, Zhu J, Fan M, He Y, Ren H, Yang M (2019) Transforming growth factor β1 promotes fibroblast-like synoviocytes migration and invasion via TGF-β1/Smad signaling in rheumatoid arthritis. Mol Cell Biochem 459: 141–150. https://doi.org/10.1007/s11010-019-03557-0
Fafet P, Rebouissou C, Maudelonde T, Vignais ML (2008) Opposite effects of transforming growth factor-beta activation and rho-associated kinase inhibition on human trophoblast migration in a reconstituted placental-endometrial coculture system. Endocrinology 149: 4475–4485. https://doi.org/10.1210/en.2008-0253
Xu XH, Jia Y, Zhou X, Xie D, Huang X, Jia L, Zhou Q, Zheng Q, Zhou X, Wang K, Jin LP (2019) Downregulation of lysyl oxidase and lysyl oxidase-like protein 2 suppressed the migration and invasion of trophoblasts by activating the TGF-β/collagen pathway in preeclampsia. Exp Mol Med 51: 1–12. https://doi.org/10.1038/s12276-019-0211-9
Graham CH, Connelly I, MacDougall JR, Kerbel RS, Stetler-Stevenson WG, Lala PK (1994) Resistance of malignant trophoblast cells to both the anti-proliferative and anti-invasive effects of transforming growth factor-beta. Exp Cell Res 214: 93–99. https://doi.org/10.1006/excr.1994.1237
Huang Z, Li S, Fan W, Ma Q (2017) Transforming growth factor β1 promotes invasion of human JEG-3 trophoblast cells via TGF-β/Smad3 signaling pathway. Oncotarget 8: 33560–33570. https://doi.org/10.18632/oncotarget.16826
Dolinsek T, Sersa G, Prosen L, Bosnjak M, Stimac M, Razborsek U, Cemazar M (2015) Electrotransfer of plasmid DNA encoding an anti-mouse endoglin (CD105) shRNA to B16 melanoma tumors with low and high metastatic potential results in pronounced anti-tumor effects. Cancers 8: 3. https://doi.org/10.3390/cancers8010003
Wang X, Zong L, Wang W, Yang J, Xiang Y (2020) CD105 overexpression mediates drug-resistance in choriocarcinoma cells through BMP9/Smad pathway. J Cancer 11: 272–283. https://doi.org/10.7150/jca.34965
Spierings DC, de Vries EG, Vellenga E, van den Heuvel FA, Koornstra JJ, Wesseling J, Hollema H, de Jong S (2004) Tissue distribution of the death ligand TRAIL and its receptors. J Histochem Cytochem 52: 821–831. https://doi.org/10.1369/jhc.3A6112.2004
Sedger LM, Shows DM, Blanton RA, Peschon JJ, Goodwin RG, Cosman D, Wiley SR (1999) IFN-gamma mediates a novel antiviral activity through dynamic modulation of TRAIL and TRAIL receptor expression. J Immunol 163: 920–926.
AbdelHafez F, Klausen C, Zhu H, Leung PCK (2022) Myostatin increases human trophoblast cell invasion by upregulating N-cadherin via SMAD2/3-SMAD4 signaling. Biol Reprod 106: 1267–1277. https://doi.org/10.1093/biolre/ioab238
Zhao HJ, Klausen C, Li Y, Zhu H, Wang YL, Leung PCK (2018) Bone morphogenetic protein 2 promotes human trophoblast cell invasion by upregulating N-cadherin via non-canonical SMAD2/3 signaling. Cell Death Dis 9: 174. https://doi.org/10.1038/s41419-017-0230-1
Khalil H, Peltzer N, Walicki J, Yang JY, Dubuis G, Gardiol N, Held W, Bigliardi P, Marsland B, Liaudet L, Widmann C (2012) Caspase-3 protects stressed organs against cell death. Mol Cell Biol 32: 4523–4533. https://doi.org/10.1128/MCB.00774-12
Porta C, Paglino C, Mosca A (2014) Targeting PI3K/Akt/mTOR signaling in cancer. Front Oncol 4: 64. https://doi.org/10.3389/fonc.2014.00064
Hussain AR, Ahmed SO, Ahmed M, Khan OS, Al Abdulmohsen S, Platanias LC, Al-Kuraya KS, Uddin S (2012) Cross-talk between NFkB and the PI3-kinase/AKT pathway can be targeted in primary effusion lymphoma (PEL) cell lines for efficient apoptosis. PloS One 7: e39945. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0039945
Wajant H (2003) Death receptors. Essays Biochem 39: 53–71. https://doi.org/10.1042/bse0390053
Santoni G, Amantini C, Santoni M, Maggi F, Morelli MB, Santoni A (2021) Mechanosensation and mechanotransduction in natural killer cells. Front Immunol 12: 688918. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.688918
Milyutina YP, Mikhailova VA, Pyatygina KM, Demidova ES, Malygina DA, Tertychnaia TE, Arutjunyan AV, Sokolov DI, Selkov SA (2019) Role of caspases in the cytotoxicity of NK-92 cells in various models of coculturing with trophoblasts. Biochemistry (Mosc) 84: 1186–1196. https://doi.org/10.1134/S0006297919100079
Attisano L, Lee-Hoeflich ST (2001) The Smads. Genome Biol 2: REVIEWS3010. https://doi.org/10.1186/gb-2001-2-8-reviews3010
Гребенкина ПВ, Михайлова ВА, Ошколова АА, Вершинина СО, Духинова МС, Баженов ДО, Сельков СА, Соколов ДИ (2022) Децидуальные естественные киллеры и клетки трофобласта: клеточные, гуморальные и молекулярные механизмы взаимодействия. Медицинская иммунология 24: 1085-1108. [Grebenkina PV, Mikhailova VA, Oshkolova AA, Vershinina SO, Dukhinova MS, Bazhenov DO, Selkov SA, Sokolov DI (2022) Decidual natural killer cells and trophoblast cells: cellular, humoral and molecular mechanisms of interaction. Med Immunol (Russia) 24: 1085–1108. (In Russ.)] https://doi.org/10.15789/1563-0625-DNK-2540
Abel AM, Yang C, Thakar MS, Malarkannan S (2018) Natural killer cells: development, maturation, and clinical utilization. Front Immunol 9: 1869. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.01869