СЕРОТОНИНЕРГИЧЕСКАЯ ИННЕРВАЦИЯ СПИННОГО МОЗГА ЛЯГУШКИ И УЧАСТИЕ 5-НТ5A РЕЦЕПТОРОВ В МОДУЛЯЦИИ МИНИАТЮРНЫХ ГЛИЦИНЕРГИЧЕСКИХ ПОТЕНЦИАЛОВ ПОЯСНИЧНЫХ МОТОНЕЙРОНОВ
PDF

Ключевые слова

спинальный мотонейрон
серотониновая иннервация
5-НТ5А рецептор
миниатюрная глицинергическая активность
лягушка

Аннотация

Роль серотониновых рецепторов 5-НТ в модуляции миниатюрной тормозной синаптической активности исследована с помощью внутриклеточной регистрации миниатюрных глицинергических тормозных постсинаптических потенциалов (глимТПСП) в мотонейронах поясничных сегментов изолированного спинного мозга лягушки Rana ridibunda. В среде, содержащей ТТх, СNQX, DAP5, bicucullinе, аппликация агониста серотониновых рецепторов 5-СТ (10 мкМ) с высокой аффинностью к 5-НТ приводила к подавлению частоты на 86%, а также исчезновению высокоамплитудных глимТПСП (200- 500 мкВ) при сохранении редких потенциалов амплитудой около 100 мкВ, что свидетельствует о возможности пре- и постсинаптического действия 5-СТ в такой концентрации, не исчерпывающегося его действием только на 5-НТ рецепторы. Добавление в среду метисергида, блокатора 5-НТ 1,2 рецепторов, снижало среднюю частоту глимТПСП на 67 %, частоту высокоамплитудных событий в 5 раз и их среднюю амплитуду на 20%, что может свидетельствовать об участии 5-НТ рецепторов в пре- и постсинаптической модуляции в глимТПСП мотонейронов. Аппликация 1 мкМ 5-СТ приводила к уменьшению частоты глимТПСП на 49% без заметного изменения амплитуды глимТПСП, а последующее введение в раствор SB-699551, селективного антагониста 5-НТ рецепторов, увеличивало частоту событий на 41% , что подтверждает участие 5-НТ рецепторов в пресинаптической модуляции глимТПСП. Иммунофлуоресцентное исследование показало, что супра- и интраспинальные 5-НТ+ ir нейроны дают обильные ветвления в поясничном отделе с возможностью образования аксосоматических контактов с мечеными мотонейронами и аксодендритных контактов на проксимальных и дистальных участках их дендритов. Также возможно образование контактов в перимедулярном сплетении, пронизанном дистальными дендритами мотонейронов и астроцитарными отростками. Это представляет структурную основу для пост-, пре- и экстрасинаптической модуляции активности мотонейронов серотонином. Возможность постсинаптической модуляции активности мотонейронов через 5-НТ рецепторы подтверждает точечноподобная флуоресценция 5-НТRlike+ сигнала на дендритах и телах меченых мотонейронов, который присутствует в нейропиле, но отсутствует в перимедулярном сплетении. Двойное мечение антителами к 5-НТ рецептору и Са 2+ -связывающему белку, парвальбумину (PV+ir), выявило локализацию 5-НТRlike+ в миелиновой оболочке волокон дорсальных и вентромедиальных канатиков. На препаратах после длительной стимуляции вентральных корешков через всасывающие электроды при мечении мотонейронов биоцитином обнаружен яркий 5-НТRlike+ сигнал в миелине моторных аксонов, дорсальнокорешковых волокон, входящих в мозг в области дорсального рога и отдельных волокон вентромедиального канатика. Обсуждается участие экстрасинаптических рецепторов 5-НТ в функционировании цепей обратной связи активности поясничных мотонейронов, с возможным участием в этих цепях глиальных элементов.

https://doi.org/10.31857/S0044452924010035
PDF

Литература

Plassat JL, Boschert U, Amlaiky N, Hen R (1992) The mouse 5HT5 receptor reveals a remarkable heterogeneity within the 5HT1D receptor family. EMBO J 11: 4779–4786. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1992.tb05583.x

Rees S, den Daas I, Foord S, Goodson S, Bull D, Kilpatrick G, Lee M (1994) Cloning and characterisation of the human 5‐HT 5A serotonin receptor. FEBS Lett 355: 242–246. https://doi.org/10.1016/0014-5793(94)01209-1

Grailhe R, Grabtree GW, Hen R (2001) Human 5-HT5 receptors: the 5-HT5A receptor is functional but the 5-HT5B receptor was lost during mammalian evolution. Eur J Pharmacol 418: 157–167. https://doi.org/10.1016/S0014-2999(01)00933-5

Barnes NM, Ahern GP, Becamel C, Bockaert J, Camilleri M, Chaumont-Dubel S, Claeysen S, Cunningham KA, Fone KC, Gershon M, Di Giovanni G, Goodfellow NM, Halberstadt AL, Hartley RM, Hassaine G, Herrick-Davis K, Hovius R, Lacivita E, Lambe EK, Leopoldo M, Levy FO, Lummis SCR, Marin P, Maroteaux L, McCreary AC, Nelson DL, Neumaier JF, Newman-Tancredi A, Nury H, Roberts A, Roth BL, Roumier A, Sanger GJ, Teitler M, Sharp T, Villalón CM, Vogel H, Watts SW, Hoyer D (2021) International Union of Basic and Clinical Pharmacology. CX. Classification of Receptors for 5-hydroxytryptamine; Pharmacology and Function. Pharmacol Rev 73: 310–520. https://doi.org/10.1124/pr.118.015552

Oliver K., Kinsey A., Wainwright A, Sirinathsinghji DJ. (2000) Localization of 5-ht5A receptor-like immunoreactivity in the rat brain. Brain Res 867: 131–142. https://doi.org/10.1016/S0006-8993(00)02273-3

Doly S, Fischer J, Brisorgueil M-J, Vergé D, Conrath M (2004) 5-HT5A receptor localization in the rat spinal cord suggests a role in nociception and control of pelvic floor musculature. J Comp Neurol 476: 316–329. https://doi.org/10.1002/cne.20214

Xu C, Giuliano F, Sun XQ, Brisorgueil M-J, Leclerc P, Vergé D, Conrath M (2007) Serotonin 5-HT2A and 5-HT5A receptors are expressed by different motoneuron populations in rat Onuf’s nucleus. J Comp Neurol 502: 620–634. https://doi.org/10.1002/cne.21344

Hurley PT, McMahon RA, Fanning P, O’Boyle KM, Rogers M, Martin F (1998) Functional coupling of a recombinant Human 5-HT 5A receptor to G-proteins in HEK-293 cells. Br J Pharmacol 124: 1238–1244. https://doi.org/10.1038/sj.bjp.0701928

Francken BJB, Jurzak M, Vanhauwe JFM, Luyten WHML, Leysen JE (1998) The human 5-ht5A receptor couples to Gi/Go proteins and inhibits adenylate cyclase in HEK 293 cells. Eur J Pharmacol 361: 299–309. https://doi.org/10.1016/S0014-2999(98)00744-4

Francken BJ, Josson K, Lijnen P, Jurzak M, Luyten WH, Leysen JE (2000) Human 5-hydroxytryptamine(5A) receptors activate coexpressed G(i) and G(o) proteins in Spodoptera frugiperda 9 cells. Mol Pharmacol 57: 1034–1044.

THOMAS D (2006) 5-ht5A receptors as a therapeutic target. Pharmacol Ther 111: 707–714. https://doi.org/10.1016/j.pharmthera.2005.12.006

Thomas DR, Soffin EM, Roberts C, Kew JNC, de la Flor RM, Dawson LA, Fry VA, Coggon SA, Faedo S, Hayes PD, Corbett DF, Davies CH, Hagan JJ (2006) SB-699551-A (3-cyclopentyl-N-[2-(dimethylamino)ethyl]-N-[(4′-{[(2-phenylethyl)amino]methyl}-4-biphenylyl)methyl]propanamide dihydrochloride), a novel 5-ht5A receptor-selective antagonist, enhances 5-HT neuronal function: Evidence for an autoreceptor role. Neuropharmacology 51: 566–577. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2006.04.019

Yamazaki M, Harada K, Yamamoto N, Yarimizu J, Okabe M, Shimada T, Ni K, Matsuoka N (2014) ASP5736, a novel 5-HT5A receptor antagonist, ameliorates positive symptoms and cognitive impairment in animal models of schizophrenia. Eur Neuropsychopharmacol 24: 1698–1708. https://doi.org/10.1016/j.euroneuro.2014.07.009

Muñoz-Islas E, Vidal-Cantú GC, Bravo-Hernández M, Cervantes-Durán C, Quiñonez-Bastidas GN, Pineda-Farias JB, Barragán-Iglesias P, Granados-Soto V (2014) Spinal 5-HT5A receptors mediate 5-HT-induced antinociception in several pain models in rats. Pharmacol Biochem Behav 120: 25–32. https://doi.org/10.1016/j.pbb.2014.02.001

Avila-Rojas SH, Velázquez-Lagunas I, Salinas-Abarca AB, Barragán-Iglesias P, Pineda-Farias JB, Granados-Soto V (2015) Role of spinal 5-HT5A, and 5-HT1A/1B/1D, receptors in neuropathic pain induced by spinal nerve ligation in rats. Brain Res 1622: 377–385. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2015.06.043

Vidal-Cantú GC, Jiménez-Hernández M, Rocha-González HI, Villalón CM, Granados-Soto V, Muñoz-Islas E (2016) Role of 5-HT5A and 5-HT1B/1D receptors in the antinociception produced by ergotamine and valerenic acid in the rat formalin test. Eur J Pharmacol 781: 109–116. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2016.04.009

Curtin PCP, Medan V, Neumeister H, Bronson DR, Preuss T (2013) The 5-HT5A Receptor Regulates Excitability in the Auditory Startle Circuit: Functional Implications for Sensorimotor Gating. J Neurosci 33: 10011–10020. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4733-12.2013

Braff DL, Geyer MA, Swerdlow NR (2001) Human studies of prepulse inhibition of startle: normal subjects, patient groups, and pharmacological studies. Psychopharmacology (Berl) 156: 234–258. https://doi.org/10.1007/s002130100810

Braff DL (2010) Prepulse Inhibition of the Startle Reflex: A Window on the Brain in Schizophrenia. pp 349–371.

Arias B, Collier D., Gastó C, Pintor L, Gutiérrez B, Vallès V, Fañanás L (2001) Genetic variation in the 5-HT5A receptor gene in patients with bipolar disorder and major depression. Neurosci Lett 303: 111–114. https://doi.org/10.1016/S0304-3940(01)01701-3

Whitaker KW, Neumeister H, Huffman LS, Kidd CE, Preuss T, Hofmann HA (2011) Serotonergic modulation of startle-escape plasticity in an African cichlid fish: a single-cell molecular and physiological analysis of a vital neural circuit. J Neurophysiol 106: 127–137. https://doi.org/10.1152/jn.01126.2010

Ankri N, Legendre P, Faber DS, Korn H (1994) Automatic detection of spontaneous synaptic responses in central neurons. J Neurosci Methods 52: 87–100. https://doi.org/10.1016/0165-0270(94)90060-4

Hancock MB (1984) Visualization of peptide-immunoreactive processes on serotonin-immunoreactive cells using two-color immunoperoxidase staining. J Histochem Cytochem 32: 311–314. https://doi.org/10.1177/32.3.6198359

Romeis B (1953) Microscopische technik. M Issue FL, Transl 414–415.

Kreiling JA, Stephens RE, Reinisch CL (2005) A mixture of environmental contaminants increases cAMP-dependent protein kinase in Spisula embryos. Environ Toxicol Pharmacol 19: 9–18. https://doi.org/10.1016/j.etap.2004.02.007

Liliya V, Desislava Z, Petia K (2017) Tryptophan Hydroxylase and Serotonin Receptors 5-HT1A, 5-HT2A, 5-HT3A, 5-HT4, 5-HT5A, 5-HT6 and 5-HT7 in Frog and Turtle Retina: an Immunofluorescence Study. J Adv Mol Biol 1. https://doi.org/10.22606/jamb.2017.11003

Stensaas LJ, Stensaas SS (1967) Astrocytic neuroglial cells, oligodendrocytes and microgliacytes in the spinal cord of the toad. Zeitschrift f r Zellforsch und Mikroskopische Anat 84: 473–489. https://doi.org/10.1007/BF00320863

Stensaas LJ, Stensaas SS (1968) Astrocytic neuroglial cells, oligodendrocytes and microgliacytes in the spinal cord of the toad. Zeitschrift f r Zellforsch und Mikroskopische Anat 86: 184–213. https://doi.org/10.1007/BF00348524

Levit Kaplan A, Strachan RT, Braz JM, Craik V, Slocum S, Mangano T, Amabo V, O’Donnell H, Lak P, Basbaum AI, Roth BL, Shoichet BK (2022) Structure-Based Design of a Chemical Probe Set for the 5-HT 5A Serotonin Receptor. J Med Chem 65: 4201–4217. https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.1c02031

Tan Y, Xu P, Huang S, Yang G, Zhou F, He X, Ma H, Xu HE, Jiang Y (2022) Structural insights into the ligand binding and Gi coupling of serotonin receptor 5-HT5A. Cell Discov 8: 50. https://doi.org/10.1038/s41421-022-00412-3

Kalinina NI, Zaitsev A V., Vesselkin NP (2018) Presynaptic serotonin 5-HT1B/D receptor-mediated inhibition of glycinergic transmission to the frog spinal motoneurons. J Comp Physiol A 204: 329–337. https://doi.org/10.1007/s00359-017-1244-y

Калинина НИ, Веселкин НП (2022) Участие 5-НТ 1 И 5-НТ 5А рецепторов в модуляции синаптической передачи и внутренних свойств мембраны спинальных мотонейронов лягушки (Rana ridibunda). Российский физиологический журнал им И М Сеченова 108: 85–97. https://doi.org/10.31857/S0869813922010071

Krobert KA, Andressen KW, Levy FO (2006) Heterologous desensitization is evoked by both agonist and antagonist stimulation of the human 5-HT7 serotonin receptor. Eur J Pharmacol 532: 1–10. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2005.11.039

De Deurwaerdère P, Bharatiya R, Chagraoui A, Di Giovanni G (2020) Constitutive activity of 5-HT receptors: Factual analysis. Neuropharmacology 168: 107967. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2020.107967

Antal M, Kraftsik R, Székely G, Van Derloos H (1986) Distal dendrites of frog motor neurons: a computer-aided electron microscopic study of cobalt-filled cells. J Neurocytol 15: 303–310. https://doi.org/10.1007/BF01611433

ten Donkelaar HJ (1998) Anurans. In: The Central Nervous System of Vertebrates. Springer Berlin Heidelberg. Berlin. Heidelberg. 1151–1314.

Branchereau P, Rodriguez JJ, Delvolvé I, Abrous DN, Le Moal M, Cabelguen JM (2000) Serotonergic systems in the spinal cord of the amphibian urodele Pleurodeles waltl. J Comp Neurol 419: 49–60. https://doi.org/10.1002/(sici)1096-9861(20000327)419:1<49::aid-cne3>3.0.co;2-#

Székely G (1976) The morphology of motoneurons and dorsal root fibers in the frog’s spinal cord. Brain Res 103: 275–290. https://doi.org/10.1016/0006-8993(76)90799-X

Birinyi A, Antal M, Wolf E, Székely G (1992) The Extent of the Dendritic Tree and the Number of Synapses in the Frog Motoneuron. Eur J Neurosci 4: 1003–1012. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.1992.tb00127.x

Dityatev AE, Chmykhova NM, Dityateva G V, Babalian AL, Kleinle J, Clamann HP (2001) Structural and physiological properties of connections between individual reticulospinal axons and lumbar motoneurons of the frog. J Comp Neurol 430:433–447. https://doi.org/10.1002/1096-9861(20010219)430:4<433::aid-cne1041>3.0.co;2-z

William Soller R (1977) Monoaminergic inputs to frog motoneurons: An anatomical study using fluorescence histochemical and silver degeneration techniques. Brain Res 122: 445–458. https://doi.org/10.1016/0006-8993(77)90456-5

Montague SJ, Fenrich KK, Mayer-Macaulay C, Maratta R, Neuber-Hess MS, Rose PK (2013) Nonuniform distribution of contacts from noradrenergic and serotonergic boutons on the dendrites of cat splenius motoneurons. J Comp Neurol 521: 638–656. https://doi.org/10.1002/cne.23196

Maratta R, Fenrich KK, Zhao E, Neuber-Hess MS, Rose PK (2015) Distribution and density of contacts from noradrenergic and serotonergic boutons on the dendrites of neck flexor motoneurons in the adult cat. J Comp Neurol 523: 1701–1716. https://doi.org/10.1002/cne.23765

Chmykhova NM, Adanina VO, Karamian OA, Kozhanov VM, Vesselkin NP, Clamann H-P (2005) Comparative study of spinal motoneuron axon collaterals. Brain Res Bull 66: 381–386. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2004.08.008

Geurts FJ, De Schutter E, Timmermans J-P (2002) Localization of 5-HT2A, 5-HT3, 5-HT5A and 5-HT7 receptor-like immunoreactivity in the rat cerebellum. J Chem Neuroanat 24: 65–74. https://doi.org/10.1016/S0891-0618(02)00020-0

Grantyn R, Shapovalov AI, Shiriaev BI (1984) Tracing of frog sensory-motor synapses by intracellular injection of horseradish peroxidase. J Physiol 349: 441–458. https://doi.org/10.1113/jphysiol.1984.sp015166

Chmykhova NM, Babalian AL (1992) [A light microscopic study of the axonal collaterals of the lumbar motoneurons in the spinal cord of the frog Rana ridibunda]. Zh Evol Biokhim Fiziol 28: 244–253.

Chmykhova NM, Babalian AL (1993) Structure of recurrent axon collaterals of frog lumbar motoneurons as revealed by intracellular HRP labelling. Brain Res 603:289–295. https://doi.org/10.1016/0006-8993(93)91250-v

Mu Y, Bennett D V., Rubinov M, Narayan S, Yang C-T, Tanimoto M, Mensh BD, Looger LL, Ahrens MB (2019) Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell 178: 27-43.e19. https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.05.050

Zhang J, Lanuza GM, Britz O, Wang Z, Siembab VC, Zhang Y, Velasquez T, Alvarez FJ, Frank E, Goulding M (2014) V1 and V2b Interneurons Secure the Alternating Flexor-Extensor Motor Activity Mice Require for Limbed Locomotion. Neuron 82: 138–150. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2014.02.013

Adanina VO, Rio JP, Adanina AS, Reperant J, Veselkin NP (2010) GABA- and glycine-immunoreactive synapses in spinal cord of frog Rana temporaria. Cell tissue biol 4: 380–390. https://doi.org/10.1134/S1990519X10040115

Ashrafi S, Betley JN, Comer JD, Brenner-Morton S, Bar V, Shimoda Y, Watanabe K, Peles E, Jessell TM, Kaltschmidt JA (2014) Neuronal Ig/Caspr Recognition Promotes the Formation of Axoaxonic Synapses in Mouse Spinal Cord. Neuron 81: 120–129. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2013.10.060

Nelson AD, Jenkins PM (2017) Axonal Membranes and Their Domains: Assembly and Function of the Axon Initial Segment and Node of Ranvier. Front Cell Neurosci 11. https://doi.org/10.3389/fncel.2017.00136

Suminaite D, Lyons DA, Livesey MR (2019) Myelinated axon physiology and regulation of neural circuit function. Glia 67: 2050–2062. https://doi.org/10.1002/glia.23665

Auer F, Schoppik D (2022) The Larval Zebrafish Vestibular System Is a Promising Model to Understand the Role of Myelin in Neural Circuits. Front Neurosci 16. https://doi.org/10.3389/fnins.2022.904765

Poliak S, Gollan L, Martinez R, Custer A, Einheber S, Salzer JL, Trimmer JS, Shrager P, Peles E (1999) Caspr2, a New Member of the Neurexin Superfamily, Is Localized at the Juxtaparanodes of Myelinated Axons and Associates with K+ Channels. Neuron 24: 1037–1047. https://doi.org/10.1016/S0896-6273(00)81049-1

Calvo M, Richards N, Schmid AB, Barroso A, Zhu L, Ivulic D, Zhu N, Anwandter P, Bhat MA, Court FA, McMahon SB, Bennett DL (2016) Altered potassium channel distribution and composition in myelinated axons suppresses hyperexcitability following injury. Elife 5. https://doi.org/10.7554/eLife.12661

Shapovalov AI, Shiriaev BI (1979) Spontaneous miniature potentials in primary afferent fibres. Experientia 35: 348–349. https://doi.org/10.1007/BF01964345

Tamarova ZA, Shapovalov AI, Shiriaev BI (1981) [Synaptic effects in the endings of individual primary afferent fibers mono- and polysynaptically connected to spinal motor neurons]. Fiziol Zh SSSR Im I M Sechenova 67: 1511–1520.

Debanne D, Campanac E, Bialowas A, Carlier E, Alcaraz G (2011) Axon Physiology. Physiol Rev 91: 555–602. https://doi.org/10.1152/physrev.00048.2009

Sagi Y, Medrihan L, George K, Barney M, McCabe KA, Greengard P (2020) Emergence of 5-HT5A signaling in parvalbumin neurons mediates delayed antidepressant action. Mol Psychiatry 25: 1191–1201. https://doi.org/10.1038/s41380-019-0379-3

Lillvis JL, Katz PS (2013) Parallel Evolution of Serotonergic Neuromodulation Underlies Independent Evolution of Rhythmic Motor Behavior. J Neurosci 33: 2709–2717. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4196-12.2013