Аннотация
Озерная лягушка (Pelophylax ridibundus) имеет обширный ареал распространения, что обусловлено множеством приспособлений, способствующих развитию толерантности к широкому диапазону физико-химических факторов окружающей среды. Особый интерес представляют адаптации этих животных к различному уровню кислорода в условиях средне- и высокогорья. В данной работе проведен сравнительный анализ кинетических параметров лактатдегидрогеназы (ЛДГ) печени озерных лягушек, обитающих в горных и равнинных районах Дагестана. Отловленных в местах обитания животных декапитировали, выделяли печень и икроножные мышцы, которые помещали в жидкий азот. В лаборатории отобранные ткани гомогенизировали и методом дифференциального центрифугирования получали безмитохондриальный цитозоль, в котором определяли активность ЛДГ. Обнаружено, что активность ЛДГ значительно выше в тканях лягушек из горных районов: на 42.4% в мышцах и в 2.38 раз в печени (p<0.05). Высокая эффективность катализа обеспечивается за счет существенных изменений каталитических параметров фермента: увеличения Vmax (50.9% в мышцах и на 70 % в печени, p<0.05) и снижения Кm. (на 45.9% в мышцах и на 69% в печени, p<0.05). Более выраженная, по сравнению с мышцами, разница между активностью ЛДГ в печени предгорных и низинных популяций лягушек позволяет предположить, что чувствительность ЛДГ печени к изменениям напряжённости кислорода выше. Вектор ряда других кинетических параметров ЛДГ (Ki, Sopt, Δ) в печени животных из горных ландшафтов абсолютно противоположен таковому скелетных мышц. Высокая активность и модификации каталитических свойств ЛДГ в тканях озерных лягушек, обитающих в среднегорье, могут играть важную роль в адаптации этих животных к условиям дефицита кислорода.
Литература
Мазанаева ЛФ, Туниев БС (2011) Зоогеографический анализ герпетофауны Дагестана. Соврем герпетол 11(1/2): 55–76. [Mazanaeva LF, Tuniev BS (2011) Zoogeographic analysis of the herpetofauna of Dagestan. Modern herpetol 11(1/2): 55–76. (In Russ)].
Niu Y, Zhang X, Xu X, Li 1, Zhang H, Wu, Storey BK, Chen Q (2022) Physiological and Biochemical Adaptations to High Altitude in Tibetan Frogs Nanorana parkeri. Front Physiol 13: 942037. s://doi.org/10.3389/fphys.2022.942037
Yang W, Qi Y, Bi K, Fu J (2012) Toward understanding the genetic basis of adaptation to high-elevation life in poikilothermic species: A comparative transcriptomic analysis of two ranid frogs, Rana chensinensis and R. kukunoris. BMC Genomics 13: 588. s://doi.org/10.1186/1471-2164-13-588
Ma M, Pu P, Niu Z, Zhang T, Wu J, Tang X, Chen Q (2023) A novel mechanism for high-altitude adaptation in hemoglobin of black-spotted frog (Pelophylax nigromaculatus). Front Ecol Evol 11. s://doi.org/10.3389/fevo.2023.1103406
Kierans S, Taylor C (2020) Regulation of glycolysis by the hypoxia‐inducible factor (HIF): implications for cellular physiology. J Physiol 599: 23–37. s://doi:10.1113/jp280572
Zakhartsev M, Johansen T, Pörtner HO, Blust R (2004) Effects of temperature acclimation on lactate dehydrogenase of cod (Gadus morhua): genetic, kinetic and thermodynamic aspects. J Exp Biol 207(1):95–112. s://doi.org/10.1242/jeb.00708
.Qiu L, Gulotta M, Callender R (2007) Lactate dehydrogenase undergoes a substantial structural change to bind its substrate. Biophys J 93:1677–1686. s://doi:10.1529/biophysj.107.109397
Cantó C, Gerhart-Hines Z, Feige JN, Lagouge M, Noriega L, Milne JC, Elliott PJ, Puigserver P, Auwerx J (2009) AMPK regulates energy expenditure by modulating NAD+ metabolism and SIRT1 activity. Nature 458(7241):1056–1060. s://doi.org/10.1038/nature07813
Rong Y, Wu W, Ni X, Kuang T, Jin D, Wang D, Lou W (2013) Lactate dehydrogenase A is overexpressed in pancreatic cancer and promotes the growth of pancreatic cancer cells. Tumor Biol 34:1523–1530. s://doi.org/10.1007/s13277-013-0679-1
Crawford R, Budas G, Jovanovic S, Ranki H, Wilson T, Davies A, Jovanovic A (2002) M-LDH serves as a sarcolemmal KATP channel subunit essential for cell protection against ischemia. EMBO J 15:3936–3948. s://doi:10.1093/emboj/cdf388
Lowry D, Rosembrough H, Farr A, Randall R (1951) Protein measurement with the folin Phenol Reagent. J. Biol Chem 193 (1): 265–275. s://doi:10.1016/S0021-9258(19)52451-6
Халилов РА, Джафарова АМ, Джабраилова РН, Хизриева СИ (2016) Кинетические характеристики лактатдегидрогеназы мозга крыс при гипотермии Нейрохимия 33(2): 169–179. [Khalilov RA, Jafarova AM, Dzhabrailova RN, Khizrieva SI (2016) Kinetic characteristics of rat brain lactate dehydrogenase during hypothermia. Neurochemistry 33(2): 169–179. (In Russ)].
Webster K (2003) Evolution of the coordinate regulation of glycolytic enzyme genes by hypoxia. J Exp Biol 206(17): 2911–2922. s://doi.org/10.1242/jeb.00516
Spinicci K, Jacquet P, Powathil G, Stéphanou A (2022) Modeling the role of HIF in the regulation of metabolic key genes LDH and PDH: Emergence of Warburg phenotype. Comp Sys Onco 2: e1040. s://doi.org/10.1002/cso2.1040.
Bagnall J, Leedale J, Taylor S, Spiller D, White M, Sharkey K, Sée V (2014) Tight Control of Hypoxia-inducible Factor-α Transient Dynamics Is Essential for Cell Survival in Hypoxia. J Biol Chem 289(9): 5549–5564. s://doi:10.1074/jbc.m113.500405.
Yang W, Qi Y, Lu B (2017) Gene expression variations in high-altitude adaptation: a case study of the Asiatic toad (Bufo gargarizans). BMC Genet 18(62). s://doi.org/10.1186/s12863-017-0529-z
Read J, Winter V, Eszes C, Sessions R, Brady R (2001) Structural basis for altered activity of M- and H-isozyme forms of human lactate dehydrogenase. Proteins 43(2): 175–185. s://doi.org/10.1002/1097-0134(20010501)43:2<175::aid-prot1029>3.0.co;2-#
Brooks S, Storey K (1989) Regulation of glycolytic enzymes during anoxia in the turtle Pseudemys scripta. The Am J Physiol 257(2):278–283. s://doi.org/10.1152/ajpregu.1989.257.2.R278
Peng H, Deng H, Dyer R, Callender R (2014) Energy Landscape of the Michaelis Complex of Lactate Dehydrogenase: Relationship Catalytic Mech Biochem 53(11):1849–1857. s://doi:10.1021/bi500215a
Унжаков А, Илюха В, Мацук Н, Белкин В (2007) Роль изоферментов лактатдегидрогеназы в адаптациях млекопитающих Карелии. Труды КарНЦ РАН 11: 118–126. [Unzhakov A, Ilyukha V, Matsuk N, Belkin V (2007) The role of lactate dehyde hydrogenase isoenzymes in adaptations of mammals in Karelia. Proceedings of KarRC RAS 11: 118–126. (In Russ)].
Moyer F, Speaker C, Wright D (1968) Characteristics of lactate dehydrogenase isozymes in amphibians. An. of the New York Academy of Sciences 151(1): 650–669. s://doi.org/10.1111/j.1749-6632.1968.tb11925.x
Enig M, Ramsay J, Eby D (1976) Effect of temperature on pyruvate metabolism in the frog: the role of lactate dehydrogenase isoenzymes. Comp Biochem Physiol. B. Comp Biochem 53(2): 145–148. s://doi.org/10.1016/0305-0491(76)90025-0
Puchulu-Campanella E, Chu H, Anstee D, Galan J, Tao W, Low P (2013) Identification of the components of a glycolytic enzyme metabolon on the human red blood cell membrane. J Biol Chem 288(2): 848–858. s://doi.org/10.1074/jbc.M112.428573
Place S, Hofmann G (2005) Comparison of Hsc70 orthologs from polar and temperate notothenioid fishes: differences in prevention of aggregation and refolding of denatured proteins. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 288: 1195–1202. s://doi.org/10.1152/ajpregu.00660.2004.
Yamamoto S, Storey KB (1988) Dissociation-association of lactate dehydrogenase isozymes: influences on the formation of tetramers versus dimers of M4-LDH and H4-LDH. Internat J Biochem 20(11): 1261–1265. s://doi.org/10.1016/0020-711x(88)90229-7
Döbeli H, Schoenenberger G (1983) Regulation of lactate dehydrogenase activity: reversible and isoenzyme-specific inhibition of the tetramerization process by peptides. Cell Mol Life Sci 39: 281–282. s://doi.org/10.1007/BF01955304
Pörtner H (2002) Climate variations and the physiological basis of temperature dependent biogeography: systemic to molecular hierarchy of thermal tolerance in animals. Comp Biochem Physiol. Part A Mol Integrat Physiol 132(4):739–761. s://doi.org/10.1016/s1095-6433(02)00045-4
Shahriari A, Dawson NJ, Bell RA, Storey KB (2013) Stable suppression of lactate dehydrogenase activity during anoxia in the foot muscle of littorina littorea and the potential role of acetylation as a novel postranslational regulatory mechanism. Enzyme Res 461374. https://doi.org/10.1155/2013/461374
29. Abboud J, Storey KB (2013) Novel control of lactate dehydrogenase from the freeze tolerant wood frog: role of posttranslational modifications. Peer J 1(12).
https://doi.org/10.7717/peerj.12
Lehninger A, Nelson D, Cox M (2005). Lehninger principles of biochemistry. New York: W.H. Freeman: 1119.