ПРИМЕНЕНИЕ ОПТОГЕНЕТИЧЕСКИХ МЕТОДОВ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ И ПОДАВЛЕНИЯ ЭПИЛЕПТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ (ОБЗОР)
PDF

Ключевые слова

ЭПИЛЕПСИЯ
НИЗКОЧАСТОТНАЯ СТИМУЛЯЦИЯ МОЗГА
ОПТОГЕНЕТИЧЕСКАЯ СТИМУЛЯЦИЯ МОЗГА
ПОДАВЛЕНИЕ ЭПИАКТИВНОСТИ

Как цитировать

СМИРНОВА, Е., & ЗАЙЦЕВ, А. (2018). ПРИМЕНЕНИЕ ОПТОГЕНЕТИЧЕСКИХ МЕТОДОВ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ И ПОДАВЛЕНИЯ ЭПИЛЕПТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ (ОБЗОР). Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 104(6), 620-629. https://doi.org/10.7868/S0869813918060011

Аннотация

Около одного процента населения Земли страдает эпилепсией, причем в 30 % случаев болезнь не поддается медикаментозному воздействию. Чтобы помочь пациентам с фарма- корезистентной эпилепсией разрабатываются новые подходы лечения. Одним из перспективных методов считается низкочастотная стимуляция структур мозга. Однако на данный момент механизм противосудорожного действия низкочастотной стимуляции выяснен не до конца. Есть и существенные недостатки этого метода: инвазивный характер и неспецифическое воздействие на ткань мозга, что ведет к ряду побочных эффектов. В связи с возникновением оптогенетики исследования механизмов действия низкочастотной стимуляции на эпилептическую активность получили новый импульс к развитию. Кроме того, появилась надежда существенно уменьшить побочные эффекты стимуляции, так как возникла возможность селективной активации или, наоборот, затормаживания определенных популяций нейронов. В данном обзоре описываются современные достижения в области исследования механизмов генерации и подавления эпилептической активности с помощью оптогенетического подхода в моделях эпилепсии in vitro и in vivo. Рассматриваются перспективы данного подхода для клинического использования.

https://doi.org/10.7868/S0869813918060011
PDF

Литература

Говорунова Е. Г., Синещеков О. А., Спудич Дж. Л. Три семейства канальных родопсинов и их использование в оптогенетике. Журн. высш. нерв. деятельности. 67(5): 9--17. 2017.

Кулешова Е. П. Оптогенетика -- новые возможности для электрофизиолога. Журн. высш. нерв. деятельности. 67(5): 18--31. 2017.

Airan R. D., Thompson K. R., Fenno L. E., Bernstein H., Deisseroth K. Temporally precise in vivo control of intracellular signalling. Nature. 458(7241):1025--1029. 2009.

Alfonsa H., Lakey J. H., Lightowlers R. N., Trevelyan A. J. Cl-out is a novel cooperative optogenetic tool for extruding chloride from neurons. Nat. Commun. 7:13495. 2016.

Barbarosie M., Avoli M. CA3-driven hippocampal-entorhinal loop controls rather than sustains in vitro limbic seizures. J. Neurosci. 17(23):9308--9314. 1997.

Bonelli S. B., Thompson P. J., Yogarajah M., Powell R. H., Samson R. S., McEvoy A. W., Symms M. R., Koepp M. J., Duncan J. S. Memory reorganization following anterior temporal lobe resection: a longitudinal functional MRI study. Brain. 136(6):1889--1900. 2013.

Boyden E. S., Zhang F., Bamberg E., Nagel G., Deisseroth K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8(9):1263--1268. 2005.

Chen S., Weitemier A. Z., Zeng X., He L., Wang X., Tao Y., Huang A. J. Y., Hashimotodani Y., Kano M., Iwasaki H., Parajuli L. K., Okabe S., Teh D. B. L., All A. H., Tsutsui-Kimura I., Tanaka K. F., Liu X., McHugh T. J. Near-infrared deep brain stimulation via upconversion nanoparticle-mediated optogenetics. Science. 359(6376):679--684. 2018.

Chow B. Y., Han X., Dobry A. S., Qian X., Chuong A. S., Li M., Henninger M. A., Belfort G. M., Lin Y., Monahan P. E., Boyden E. S. High-performance genetically targetable optical neural silencing by light-driven proton pumps. Nature. 463(7277):98--102. 2010.

Coleshill S. G., Binnie C. D., Morris R. G., Alarcon G., van Emde Boas W., Velis D. N., Simmons A., Polkey C. E., van Veelen C. W., van Rijen P.C. Material-specific recognition memory deficits elicited by unilateral hippocampal electrical stimulation. J. Neurosci. 24(7):1612-- 1616. 2004.

Ellender T. J., Raimondo J. V., Irkle A., Lamsa K. P., Akerman C. J. Excitatory effects of parvalbumin-expressing interneurons maintain hippocampal epileptiform activity via synchronous afterdischarges. J. Neurosci 34(46):15 208--15 222. 2014.

Esteller R., Echauz J., Tcheng T., Litt B., Pless B.. Line length: an efficient feature for seizure onset detection. Engineering in Medicine and Biology Society, 2001. Proceedings of the 23rd Annu. Internat. Confer. of the IEEE. 2001:1707--1710. 2001.

Fink G., Jamieson M. G. Effect of electrical stimulation of the preoptic area on luteinizing hormone releasing factor in pituitary stalk blood. J. Physiol. 237(2):37P--38P. 1974.

Fisher R. S., Velasco A. L. Electrical brain stimulation for epilepsy. Nat. Rev. Neurol. 10(5):261--270. 2014.

Gschwind M., Seeck M. Transcranial direct-current stimulation as treatment in epilepsy. Exp. Rev. Neurother. 16(12):1427--1441. 2016.

Ladas T. P., Chiang C. C., Gonzalez-Reyes L. E., Nowak T., Durand D. M. Seizure reduction through interneuron-mediated entrainment using low frequency optical stimulation. Exp. Neurol. 269:120--132. 2015.

Lanteaume L., Khalfa S., Rйgis J., Marquis P., Chauvel P., Bartolomei F. Emotion induction after direct intracerebral stimulations of human amygdala. Cereb. Cortex. 17(6):1307-- 1313. 2007.

Ledri M., Madsen M. G., Nikitidou L., Kirik D., Kokaia M. Global optogenetic activation of inhibitory interneurons during epileptiform activity. J. Neurosci. 34(9):3364--3377. 2014.

Liu X., Ramirez S., Pang P. T., Puryear C. B., Govindarajan A., Deisseroth K., Tonegawa S. Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall. Nature. 484(7394):381--385. 2012.

Mahn M., Prigge M., Ron S., Levy R., Yizhar O. Biophysical constraints of optogenetic inhibition at presynaptic terminals. Nat. Neurosci. 19(4):554--556. 2016.

Malyshev A. Y., Roshchin M. V., Smirnova G. R., Dolgikh D. A., Balaban P. M., Ostrovsky M. A. Chloride conducting light activated channel GtACR2 can produce both cessation of firing and generation of action potentials in cortical neurons in response to light. Neurosci. Lett. 640:76--80. 2017.

McCormick D. A., Contreras D. On the cellular and network bases of epileptic seizures. Annu. Rev. Physiol. 63:815--846. 2001.

Paz J. T., Davidson T. J., Frechette E. S., Delord B., Parada I., Peng K., Deisseroth K., Huguenard J. R. Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury. Nat. Neurosci. 16(1):64--70. 2013.

Raimondo J. V., Kay L., Ellender T. J., Akerman C. J. Optogenetic silencing strategies differ in their effects on inhibitory synaptic transmission. Nat. Neurosci. 15(8):1102--1104. 2012.

Shen L., Chen C., Zheng H., Jin L. The evolutionary relationship between microbial rhodopsins and metazoan rhodopsins. Scient. World J. 2013.

Shiri Z., Lйvesque M., Etter G., Manseau F., Williams S., Avoli M. Optogenetic Low-frequency stimulation of specific neuronal populations abates ictogenesis. J. Neurosci. 37(11): 2999--3008. 2017.

Stauffer W. R., Lak A., Yang A., Borel M., Paulsen O., Boyden E. S., Schultz W. Dopamine neuron-specific optogenetic stimulation in rhesus macaques. Cell. 166(6):1564--1571. e6. 2016.

Tшnnesen J., Sшrensen A. T., Deisseroth K., Lundberg C., Kokaia M. Optogenetic control of epileptiform activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106(29):12 162--12 167. 2009.

Tшnnesen J., Kokaia M. Epilepsy and optogenetics: can seizures be controlled by light? Clin. Sci. (Lond.). 131(14):1605--1616. 2017.

Uthman B. M. Vagus nerve stimulation for seizures. Arch. Med. Res. 31(3):300--303. 2000.

Wendling F., Gerber U., Cosandier-Rimele D., Nica A., De Montigny J., Raineteau O., Kalitzin S., Lopes da Silva F., Benquet P. Brain (hyper) excitability revealed by optimal electrical stimulation of GABAergic interneurons. Brain Stimul. 9(6):919--932. 2016.

Wietek J., Wiegert J. S., Adeishvili N., Schneider F., Watanabe H., Tsunoda S. P., Vogt A., Elstner M., Oertner T. G., Hegemann P. Conversion of channelrhodopsin into a light-gated chloride channel. Science. 344(6182):409--412. 2014.

Xu Z., Wang Y., Chen B., Xu C., Wu X., Wang Y., Zhang S., Hu W., Wang S., Guo Y., Zhang X., Luo J., Duan S., Chen Z. Entorhinal principal neurons mediate brain-stimulation treatments for epilepsy. EBioMedicine. 14:148--160. 2016.

Yekhlef L., Breschi G. L., Lagostena L., Russo G., Taverna S. Selective activation of parvalbumin- or somatostatin-expressing interneurons triggers epileptic seizurelike activity in mouse medial entorhinal cortex. J. Neurophysiol. 113(5):1616--1630. 2014.

Yekhlef L., Breschi G. L., Taverna S. Optogenetic activation of VGLUT2-expressing excitatory neurons blocks epileptic seizure-like activity in the mouse entorhinal cortex. Scient. Reports. 7:43 230. 2017.

Zeng H., Madisen L. Mouse transgenic approaches in optogenetics. Prog. Brain Res. 196:193--213. 2012.

Zhang F., Wang L. P., Brauner M., Liewald J. F., Kay K., Watzke N., Wood P. G., Bamberg E., Nagel G., Gottschalk A., Deisseroth K. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446(7136):633--639. 2007.