РЕГЕНЕРАЦИЯ НЕРВНЫХ ВОЛОКОН СЕДАЛИЩНОГО НЕРВА КРЫСЫ ПОСЛЕ ПОВРЕЖДЕНИЯ И ВВЕДЕНИЯ МЕЗЕНХИМНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК
PDF

Ключевые слова

нерв
мезенхимные стволовые клетки
нервные волокна
периферин
иммуногистохимия

Как цитировать

Петрова, Е. С., & Колос , Е. А. (2020). РЕГЕНЕРАЦИЯ НЕРВНЫХ ВОЛОКОН СЕДАЛИЩНОГО НЕРВА КРЫСЫ ПОСЛЕ ПОВРЕЖДЕНИЯ И ВВЕДЕНИЯ МЕЗЕНХИМНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 106(9), 1059–1068. https://doi.org/10.31857/S0869813920070055

Аннотация

В экспериментальных исследованиях, посвященных поиску способов стимуляции регенерации поврежденных нервных проводников, часто используются мезенхимные стволовые клетки (МСК). Целью настоящей работы явилось изучение влияния субпериневрального введения МСК на регенерирующие волокна поврежденного седалищного нерва крысы с использованием иммуногистохимического выявления периферина. Была проведена трансплантация суспензии МСК костного мозга крыс Вистар-Киото (5х104 клеток в 5 мкл среды) в поврежденный путем наложения лигатуры (40 с) седалищный нерв взрослых животных. Контрольной группе животных после наложения лигатуры субпериневрально вводили 5 мкл среды. Через 2 месяца после операции на поперечных срезах, проходящих через дистальный сегмент нерва реципиента, проводили подсчет и измерение периферин-иммунопозитивных регенерирующих нервных волокон. Морфометрический анализ регенерирующих волокон, выполненный с помощью программы ImageJ (NIH, США), показал, что средняя толщина нервных волокон у животных подопытной группы достоверно увеличивалась по сравнению с контролем. Изучение распределения нервных волокон дистального сегмента поврежденного нерва по толщине показало, что у животных, получивших однократную трансплантацию МСК, процентное содержание волокон бóльшего диаметра выше, чем у животных контрольной группы.

https://doi.org/10.31857/S0869813920070055
PDF

Литература

Kemp S.W., Walsh S.K., Midha R. Growth factor and stem cell enhanced conduits in peripheral nerve regeneration and repair. Neurol. Res. 30(10): 1030-1038. 2008.

Челышев Ю.А., Богов А.А.Экспериментальное обоснование применения кондуитов нерва. Невролог. вестник. 40(4): 101-109. 2008. [Chelyshev J.A., Bogov A.A. Experimental ground for nerve conduit usage. Nevrolog. vestnik. 40(4): 101-109. 2008. (In Russ)].

Щаницын И.Н., Иванов А.Н., Бажанов С.П., Нинель В.Г., Пучиньян Д.М., Норкин И.А. Cтимуляция регенерации периферического нерва: современное состояние, проблемы и перспективы. Успехи физиол. наук. 48(3): 92-112. 2017. [Shchanitsyn I.N., Ivanov A.N., Bazhanov S.P., Ninel` V.G., Puchin`yan D.M., Norkin I.A. Stimulation of peripheral nerve regeneration: current status, problems and perspectives. Advances in physiol. sciences. 48(3): 92-112. 2017. (In Russ)].

Sarker M., Saman N., McInnes A.D., Schreyer D.J., Xiongbiao C. Regeneration of peripheral nerves by nerve guidance conduits: Influence of design, biopolymers, cells, growth factors, and physical stimuli. Progress in Neurobiology. (2018). https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2018.07.002

Карагяур М.Н., Макаревич П.И., Шевченко Е.К., Стамбольский Д.В., Калинина Н.И., Парфёнова Е.В. Современные подходы к регенерации периферических нервов после травмы: перспективы генной и клеточной терапии. Гены и Клетки. 2017. Т. 12(1): 6-14. 2017. [Karagyaur M.N., Makarevich P.I., Shevchenko E.K., Stambolsky D.V., Kalinina N.I., Parfyonova E.V. Modern approaches to peripheral nerve regeneration after injury: the prospects of gene and cell therapy. Genes and cells. 12 (1): 6-14. 2017. (In Russ)].

Karagyaur M., Rostovtseva A., Semina E., Klimovich P., Balabanyan V., Makarevich P., Popov V., Stambolsky D., Tkachuk V. A bicistronic plasmid encoding brain-derived neurotrophic factor and urokinase plasminogen activator stimulates peripheral nerve regeneration after injury. J. Pharmacol. Exp. Ther. 372(3): 248-255. 2020.

Petrova E.S. Differentiation potential of mesenchymal stem cells and stimulation of nerve regeneration. Russ. J. Develop. Biol. 49(4): 193-205. 2018.

Boldyreva M.А., Stafeev I.S., Makarevich P.I., Beloglazova I.B., Zubkova E.S., Shevchenko E.K., Molokotina Y.D., Parfyonova Y.V., Bondar I.V., Rаtner Е.I., Karagyaur M.N. Plasmid-based gene therapy with hepatocyte growth factor stimulates peripheral nerve regeneration after traumatic injury. Biomedicine & Pharmacotherapy. 101. 682-690. 2018.

Masgutov R., Masgutova G., Mullakhmetova A., Zhuravleva M., Shulman A., Rogozhin A., Syromiatnikova V., Andreeva D., Zeinalova A., Idrisova K., Allegrucci C., Kiyasov A., Rizvanov A. Allogenic adipose derived stem cells transplantation improved sciatic nerve regeneration in rats: autologous nerve graft model. Front. Med. (Lausanne). 6:68. 2019. https://doi.org/10.3389/fmed.2019.00068

Mathot F., Shin A.Y., Van Wijnen A.J. Targeted stimulation of MSCs in peripheral nerve repair. Gene. 20(710): 17-23. 2019.

Kalinina N.I., Sysoeva V.Yu., Rubina K.A., Parfenova E.V., Tkachuk V.A. Mesenchymal stem cells in tissue growth and repair. Acta Naturae. 3(4(11)): 30-37. 2011.

Mukhamedshina Y., Rizvanov A., Chelyshev Y., Gracheva O., Mukhutdinova D. Mesenchymal stem cells and the neuronal microenvironment in the area of spinal cord injury. Neural Regenerat. Res. 14(2): 227-237. 2019.

Petrova E.S. Injured nerve regeneration using cell-based therapies: current challenges. Acta Naturae. 7(3): 38-47. 2015.

Petrova E.S., Isaeva E.N. Study of effect of embryonic anlage allografts of the rat spinal cord on growth of regenerating fibers of the recipient nerve. Biol. Bull. 41(6): 479-485. 2014.

Petrova E., Isaeva E., Kolos E., Korzhevskii D. Allogeneic bone marrow mesenchymal stem cells in the epineurium and perineurium of the recipient rat. Biol. Communications. 63(2): 123-132. 2018.

Petrova E., Isaeva E., Kolos E., Korzhevskii D. Vascularization of the damaged nerve under the effect of experimental cell therapy. Bull.Exp.Biol.165(1): 161-165. 2018.

Zinkova N.N., Sokolova I.B., Shvedova E.V., Bilibina A.A., Kruglyakov P.V., Polyntsev D.G., Gilerovitch E.G. Dynamics of morphological changes after transplantation of mesenchymal stem cells in rat brain provoked by stroke. Cell and tissue biology. 1(6): 482-490. 2007.

Grigorev I.P., Korzhevskii D.E. Current technologies for fixation of biological material for immunohistochemical analysis (Review). Modern Technologies in Medicine. 10(2): 156-165. 2018.

Петрова Е.С., Павлова Н.В., Коржевский Д.Э. Современные морфологические подходы к изучению регенерации периферических нервных проводников. Мед. акад. журн. 12(3): 15-29. 2012. [Petrova E.S., Pavlova N.V., Korzhevskii D.E. Advanced morphological approaches to the study of peripheral nerve regeneration. Med. Acad. J. 12(3): 15-29. 2012. (In Russ)].

Chadan S., Le Gall J. Y., Di Giamberardino L., Filliatreau G. Axonal transport of type III intermediate filament protein peripherin in intact and regenerating motor axons of the rat sciatic nerve. J. Neurosci. 39(2): 127–139. 1994.

Ноздрачев А.Д., Чумасов Е.И. Периферическая нервная система. СПб. Наука. 1999. [Nozdrachev A.D., Chumasov E.I. Perifericheskaya nervnaya sistema. (Peripheral nervous system) Spb. Nauka. 1999. (In Russ)].

Zochodne D. W. Neurobiology of peripheral nerve regeneration. Cambridge, New York, Melbourne, Madrid, Cape Town, Singapore, Sao Paulo. Cambridge Univer. Press. 2008.

Dezawa M., Takahashi I., Esaki M. Takano M, Sawada H. Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells. Eur. J. Neurosci. 14: 1771-1776. 2001.

Weiss D.J., English K., Krasnodembskaya A., Isaza-Correa J.M., Hawthorne I.J., Mahon B.P. The Necrobiology of mesenchymal stromal cells affects therapeutic efficacy. Front. Immunol. 10: 1228. 2019. https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.01228. eCollection 2019

Lee Y., El Andaloussi S., Wood M.J. Exosomes and microvesicles: extracellular vesicles for genetic information transfer and gene therapy. Human Mol. Genetics. 21 (R1): R125–134. 2012. https://doi.org/10.1093/hmg/dds317

Jackson M.V., Morrison T.J., Doherty D.F., McAuley D.F., Matthay M.A., Kissenpfennig A., O'Kane C.M., Krasnodembskaya A.D. Mitochondrial transfer via tunneling nanotubes is an important mechanism by which mesenchymal stem cells enhance macrophage phagocytosis in the in vitro and in vivo models of ARDS. Stem Cells. 2016. 34(8): 2210-2223.

Сагарадзе Г.Д., Григорьева О.А., Ефименко А.Ю., Чапленко А.А., Суслина С.Н., Сысоева В.Ю., Калинина Н.И., Акопян Ж.А., Ткачук В.А. Терапевтический потенциал секреторных компонентов мезенхимных стромальных клеток человека: проблема стандартизации. Биомед. химия. 61(6): 750-759. 2015. [Sagaradze G.D., Grigorieva O.A., Efimenko A.Yu., Chaplenko A.A., Suslina S.N., Sysoeva V.Yu., Kalinina N.I., Akopyan Zh.A., Tkachuk V.A. Therapeutic potential of human mesenchymal stromal cells secreted components: a problem with. Biomed. Chemistry. 61(6): 750-759. 2015. (In Russ)].

Dong R., Liu Y., Yang Y., Wang H., Xu Y., Zhang Z. MSC-derived exosomes-based therapy for peripheral nerve injury: a novel therapeutic strategy. Biomed. Res. Int. 18;2019:6458237. 2019. doi: 10.1155/2019/6458237 eCollection 2019

Murray L.M.A., Krasnodembskaya A.D. Concise review: intercellular communication via organelle transfer in the biology and therapeutic applications of stem cells. Stem Cells. 37(1): 14-25. 2019.

Арутюнян И.В., Фатхудинов Т.Х., Ельчанинов А.В., Макаров А.В., Васюкова О.А., Усман Н.Ю., Марей М.В., Володина М.А., Кананыхина Е.Ю., Лохонина А.В., Большакова Г.Б., Гольдштейн Д.В., Сухих Г.Т. Исследование механизмов терапевтической активности аллогенных мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток пупочного канатика в модели ишемии задних конечностей. Гены и клетки.13(1):82-89. 2018. [Arutyunyan I.V., Fatkhudinov T.X., Elchaninov A.V., Makarov A.V., Vasyukova O.A., Usman N.Yu., Marey M.V., Volodina M.A., Kananykhina E.Yu., Lokhonina A.V., Bolshakova G.B., Goldshtein D.V., Sukhikh G.T. Understanding mechanisms of the umbilical cord-derived multipotent mesenchymal stromal cell-mediated recovery enhancement in rat model of limb ischemia. Genes and cells.13(1):82-89. 2018. (In Russ)].