ВЗАИМОСВЯЗЬ МЕЖДУ УРОВНЯМИ АДИПОКИНОВ, ИХ СООТНОШЕНИЕМ В ФОЛЛИКУЛЯРНОЙ ЖИДКОСТИ И РЕЗУЛЬТАТИВНОСТЬЮ ЭКСТРАКОРПОРАЛЬНОГО ОПЛОДОТВОРЕНИЯ У ЖЕНЩИН С НОРМАЛЬНОЙ И ПОВЫШЕННОЙ МАССОЙ ТЕЛА
PDF

Ключевые слова

лептин
адипонектин
грелин
экстракорпоральное оплодотворение
фолликулярная жидкость
избыточная масса тела

Как цитировать

Рыжов, Ю. Р., Шпаков, А. О., Ткаченко, Н. Н., Махмадалиева, М. Р., Коган, И. Ю., & Гзгзян, А. М. (2020). ВЗАИМОСВЯЗЬ МЕЖДУ УРОВНЯМИ АДИПОКИНОВ, ИХ СООТНОШЕНИЕМ В ФОЛЛИКУЛЯРНОЙ ЖИДКОСТИ И РЕЗУЛЬТАТИВНОСТЬЮ ЭКСТРАКОРПОРАЛЬНОГО ОПЛОДОТВОРЕНИЯ У ЖЕНЩИН С НОРМАЛЬНОЙ И ПОВЫШЕННОЙ МАССОЙ ТЕЛА. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 106(6), 783–792. https://doi.org/10.31857/S0869813920060102

Аннотация

Вырабатываемые жировой тканью адипокины вовлечены в регуляцию стероидогенеза и фолликулогенеза и влияют на имплантацию эмбриона и рецептивность эндометрия. Вследствие этого уровни адипокинов и их соотношение в фолликулярной жидкости может быть использовано для оценки эффективности экстракорпорального оплодотворения (ЭКО). Цель исследования состояла в изучении уровней лептина, адипонектина и грелина и их соотношения в фолликулярной жидкости женщин с нормальной и повышенной массой тела, чтобы понять, как эти показатели влияют на эффективность и исходы ЭКО. Исследовали женщин с нормальной массой тела, которые забеременели (БН, n = 7) или не забеременели (нБН, n = 14) в результате ЭКО, и с повышенной массой тела (ИМТ > 25 кг/м2), забеременевших (БП, n = 5) и не забеременевших (нБП, n = 19) после проведения ЭКО. В группе БН уровень лептина в фолликулярной жидкости был выше, чем в группе нБН (p < 0.05). В группах БП и нБП он не различался, но был выше, чем в группах с нормальной массой тела. В группе БН уровень грелина был ниже чем в группе нБН (p < 0.05), в то время как в группах БП и нБП он был сопоставимым. Соотношение лептин/адипонектин в группе БН было выше, чем в группе нБН (7.05±0.84 против 2.97±0.44, p < 0.05), но ниже, чем в группах БП (13.80±2.28) и нБП (11.28±1.03). Соотношение лептин/грелин в группе БН было также выше, чем в группе нБН (18.46±4.20 против 4.07±0.68, p < 0.05), но ниже, чем в группах БП (37.46±21.59) и нБП (25.17±3.97). Прогностическая значимость соотношения лептин/грелин составила 25.13 (CI 1.24-509.15, p = 0.035). Уровни адипонектина и соотношение адипонектин/грелин в исследуемых группах не различались. Таким образом, прогностическая значимость изменений уровней лептина и грелина и соотношений лептин/грелин и лептин/адипонектин в фолликулярной жидкости обусловлена массой тела пациенток и их метаболическим статусом. Концентрация лептина и отношение лептин/грелин в фолликулярной жидкости могут рассматриваться как ценные маркеры оценки успешности ЭКО у женщин с нормальной массой тела.

https://doi.org/10.31857/S0869813920060102
PDF

Литература

Коган И.Ю., Гзгзян А.М., Лесик Е.А. Протоколы стимуляции в циклах ЭКО. 2-е издание. М. ГЕОТАР-Медиа. 2017. eLIBRARY ID: 36374989. [Kogan I.Yu., Gzgzyan A.M., Lesik E.A. Stimulation Protocols in the IVF Cycles. 2nd Edition. M. GEOTAR-Media. 2017. eLIBRARY ID: 36374989 (In Russ)].

Шпаков А.О. Гонадотропины – от теории к клинической практике. Санкт-Петербург. ПОЛИТЕХ-ПРЕСС. 2018. eLIBRARY ID: 3642381. [Shpakov A.O. Gonadotropins - from theory to clinical practice. St. Petersburg. Polytech-Press. 2018. eLIBRARY ID: 3642381 (In Russ)].

Reverchon M., Ramé C., Bertoldo M., Dupont J. Adipokines and the female reproductive tract. Int. J. Endocrinol. 2014: 232454. 2014.

doi: 10.1155/2014/232454

Бахтюков А.А., Шпаков А.О. Молекулярные механизмы действия лептина на гипоталамо-гипофизарно-гонадную ось. Цитология. 60(10): 755–767. 2018. [Bakhtyukov A.A., Shpakov A.O. Molecular mechanisms of the action of leptin on the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. Tsitologiia. 60(10): 755–767. 2018. (In Russ)].

doi: 10.7868/S0041377118100016

Рыжов Ю.Р., Шпаков А.О. Адипонектин как эндогенный регулятор гипоталамо-гипофизарно-гонадной оси. Трансляционная медицина. 5(5): 26–36. 2018. [Ryzhov Yu.R., Shpakov A.O. Adiponectin as an endogenous regulator of the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. Translational medicine. 5(5): 26–36. 2018. (In Russ)].

Mathew H., Castracane V.D., Mantzoros C. Adipose tissue and reproductive health. Metabolism. 86: 18–32. 2018.

doi: 10.1016/j.metabol.2017.11.006

Shpakov A.O., Ryzhov Ju.R., Bakhtyukov A.A., Derkach K.V. The regulation of the male hypothalamic-pituitary-gonadal axis and testosterone production by adipokines (Chapter 2). In: Advances in Testosterone Action (Ed. M. Estrada). Intech Open Access Publisher. Rijeka, Croatia. 25–57. 2018.

http://dx.doi.org/10.5772/intechopen.76321

Ratra D.V., Elias C.F. Chemical identity of hypothalamic neurons engaged by leptin in reproductive control. J. Chem. Neuroanat. 61–62: 233–238. 2014.

doi: 10.1016/j.jchemneu.2014.05.005

Löffler S., Aust G., Köhler U., Spanel-Borowski K. Evidence of leptin expression in normal and polycystic human ovaries. Mol. Hum. Reprod. 7(12): 1143–1149. 2001.

doi: 10.1093/molehr/7.12.1143

Liu J., Yang X., Yu S., Zheng R. The leptin resistance. Adv. Exp. Med. Biol. 1090: 145–163. 2018.

doi: 10.1007/978-981-13-1286-1_8

Celik O., Celik N., Aydin S., Aygun B.K., Haberal E.T., Kuloglu T., Ulas M., Aktun L.H., Acet M., Celik S. Ghrelin action on GnRH neurons and pituitary gonadotropes might be mediated by GnIH-GPR147 system. Horm. Mol. Biol. Clin. Invest. 25(2): 121–128. 2016.

doi: 10.1515/hmbci-2015-0050

Rak-Mardyła A., Wróbel A., Gregoraszczuk E.L. Ghrelin negatively affects the function of ovarian follicles in mature pigs by direct action on basal and gonadotropin-stimulated steroidogenesis. Reprod. Sci. 22(4): 469–475. 2015.

doi: 10.1177/1933719114549854

Al Massadi O., López M., Tschöp M., Diéguez C., Nogueiras R. Current understanding of the hypothalamic ghrelin pathways inducing appetite and adiposity. Trends Neurosci. 40(3): 167–180. 2017.

doi: 10.1016/j.tins.2016.12.003

Frühbeck G., Catalán V., Rodríguez A., Ramírez B., Becerril S., Salvador J., Colina I., Gómez-Ambrosi J. Adiponectin-leptin ratio is a functional biomarker of adipose tissue inflammation. Nutrients. 11(2). pii: E454. 2019.

doi: 10.3390/nu11020454

Artimani T., Saidijam M., Aflatoonian R., Ashrafi M., Amiri I., Yavangi M., SoleimaniAsl S., Shabab N., Karimi J., Mehdizadeh M. Down-regulation of adiponectin system in granulosa cells and low levels of HMW adiponectin in PCOS. J. Assist. Reprod. Genet. 33(1): 101–110. 2016.

doi: 10.1007/s10815-015-0620-1

Akobeng A.K. Understanding diagnostic tests 1: sensitivity, specificity and predictive values. Acta Paediatr. 96(3): 338–341. 2007.

doi: 10.1111/j.1651-2227.2006.00180.x

Anifandis G., Koutselini E., Stefanidis I., Liakopoulos V., Leivaditis C., Mantzavinos T., Vamvakopoulos N. Serum and follicular fluid leptin levels are correlated with human embryo quality. Reproduction. 130(6): 917–921. 2005.

doi: 10.1530/rep.1.00705

Takikawa S., Iwase A., Goto M., Harata T., Umezu T., Nakahara T., Kobayashi H., Suzuki K., Manabe S., Kikkawa F. Assessment of the predictive value of follicular fluid insulin, leptin and adiponectin in assisted reproductive cycles. Gynecol. Endocrinol. 26(7): 494–499. 2010.

doi: 10.3109/09513591003632050

Akarsu S., Buke B., Göde F., Dirican K.E., Başbuğ A., Ceyhan S.T., Goktolga U., Akın O., Korkmaz C., Kara C., Zeki Isık A. Association of serum and follicular fluid leptin and ghrelin levels with in vitro fertilization success. Ginekol. Pol. 88(9): 469–474. 2017.

doi: 10.5603/gp.a2017.0086

Zendron C., Gonçalves H.F., Cavalcante F.S., Pereira T.R., Evangelista A., Ramos C.F., Oliveira M.A. Increased expression of the leptin receptor in human ovaries affected by endometrioma and detection of high levels of leptin in the ovarian endometriomal fluid. J. Ovarian. Res. 7: 2. 2014. doi: 10.1186/1757-2215-7-2

Banks W.A., McLay R.N., Kastin A.J., Sarmiento U., Scully S. Passage of leptin across the blood-testis barrier. Am. J. Physiol. 276(6): 1099–1104. 1999.

doi: 10.1152/ajpendo.1999.276.6.e1099

Kitawaki J., Kusuki I., Koshiba H., Tsukamoto K., Honjo H. Leptin directly stimulates aromatase activity in human luteinized granulosa cells. Mol. Hum. Reprod. 5(8): 708–713. 1999.

doi: 10.1093/molehr/5.8.708

Lin Q., Poon S.L., Chen J., Cheng L., HoYuen B., Leung P.C. Leptin interferes with 3′,5′-cyclic adenosine monophosphate (cAMP) signaling to inhibit steroidogenesis in human granulosa cells. Reprod. Biol. Endocrinol. 7: 115. 2009.

doi: 10.1186/1477-7827-7-115

Karamouti M., Kollia P., Kallitsaris A., Vamvakopoulos N., Kollios G., Messinis I.E. Modulating effect of leptin on basal and follicle stimulating hormone stimulated steroidogenesis in cultured human lutein granulosa cells. J. Endocrinol. Invest. 32(5): 415–419. 2009.

doi: 10.1007/BF03346478

Bilbao M.G., Di Yorio M.P., Faletti A.G. Different levels of leptin regulate different target enzymes involved in progesterone synthesis. Fertil. Steril. 99(5): 1460–1466. 2013.

doi: 10.1016/j.fertnstert.2012.12.014

Di Yorio M.P., Bilbao M.G., Biagini-Majorel A.M., Faletti A.G. Ovarian signalling pathways regulated by leptin during the ovulatory process. Reproduction. 146(6): 647–658. 2013.

doi: 10.1530/REP-13-0257

Karlsson C., Lindell K., Svensson E., Bergh C., Lind P., Billig H., Carlsson L.M., Carlsson B. Expression of functional leptin receptors in the human ovary. J. Clin. Endocrinol. Metab. 82(12): 4144–4148. 1997.

doi: 10.1210/jcem.82.12.4446

Agarwal S.K., Vogel K., Weitsman S.R., Magoffin D.A. Leptin antagonizes the insulin-like growth factor-I augmentation of steroidogenesis in granulosa and theca cells of the human ovary. J. Clin. Endocrinol. Metab. 84(3): 1072–1076. 1999.

doi: 10.1210/jcem.84.3.5543

Brannian J.D., Zhao Y., McElroy M. Leptin inhibits gonadotrophin- stimulated granulosa cell progesterone production by antagonizing insulin action. Hum. Reprod. 14(6): 1445–1458. 1999.

doi: 10.1093/humrep/14.6.1445

Olatinwo M.O., Bhat G.K., Stah C.D., Mann D.R. Impact of gonadotropin administration on folliculogenesis in prepubertal ob/ob mice. Mol. Cell. Endocrinol. 245(1–2): 121–127. 2005.

doi: 10.1016/j.mce.2005.11.003

Di Carlo C., Tommaselli G.A., Nappi C. Effects of sex steroid hormones and menopause on serum leptin concentrations. Gynecol. Endocrinol. 16(6): 479–491. 2002.

doi: 10.1080/gye.16.6.479.491

Kaszubska W., Falls H.D., Schaefer V.G., Haasch D., Frost L., Hessler P., Kroeger P.E., White D.W., Jirousek M.R., Trevillyan J.M. Protein tyrosine phosphatase 1B negatively regulates leptin signaling in a hypothalamic cell line. Mol. Cell. Endocrinol. 195(1–2): 109–118. 2002.

doi: 10.1016/s0303-7207(02)00178-8

Bjørbaek C., El-Haschimi K., Frantz J.D., Flier J.S. The role of SOCS-3 in leptin signaling and leptin resistance. J. Biol. Chem. 274(42): 30059–30065. 1999.

doi: 10.1074/jbc.274.42.30059

Sominsky L., Hodgson D.M., McLaughlin E.A., Smith R., Wall H.M., Spencer S.J. Linking stress and infertility: a novel role for ghrelin. Endocr. Rev. 38(5): 432–467. 2017.

doi: 10.1210/er.2016-1133

Heldsinger A., Grabauskas G., Wu X., Zhou S., Lu Y., Song I., Owyang C. Ghrelin induces leptin resistance by activation of suppressor of cytokine signaling 3 expression in male rats: implications in satiety regulation endocrinology. Endocrinology. 155(10): 3956–3969. 2014.

doi: 10.1210/en.2013-2095

Lantz K.A., Hart S.G., Planey S.L., Roitman M.F., Ruiz-White I.A., Wolfe H.R., McLane M.P. Inhibition of PTP1B by trodusquemine (MSI-1436) causes fat-specific weight loss in diet-induced obese mice. Obesity (Silver Spring). 18(8): 1516–1523. 2010.

doi: 10.1038/oby.2009.444