РАЗЛИЧИЕ ВЛИЯНИЯ ЛИПОПОЛИСАХАРИДА E. COLI, ОЛЕИНОВОЙ КИСЛОТЫ И ЭТОМОКСИРА НА ЭКСПРЕССИЮ БЕЛКА ADRP В ЭПИТЕЛИАЛЬНЫХ КЛЕТКАХ
PDF

Ключевые слова

липидные тельца
нильский красный
триацилглицерин
олеиновая кислота
этомоксир
липополисахарид E.coli
белок ADRP
эпителиальные клетки мочевого пузыря лягушки

Как цитировать

Фок, Е. М., Николаева, С. Д., Бахтеева, В. Т., Лаврова, Е. А., & Парнова, Р. Г. (2019). РАЗЛИЧИЕ ВЛИЯНИЯ ЛИПОПОЛИСАХАРИДА E. COLI, ОЛЕИНОВОЙ КИСЛОТЫ И ЭТОМОКСИРА НА ЭКСПРЕССИЮ БЕЛКА ADRP В ЭПИТЕЛИАЛЬНЫХ КЛЕТКАХ. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 105(12), 1571–1580. https://doi.org/10.1134/S0869813919120045

Аннотация

Нейтральные липиды внутри клетки депонируются в липидных тельцах - особых клеточных органеллах, представляющих собой окруженное монослоем фосфолипидов ядро из триацилглицеринов (ТАГ) и эфиров холестерина и играющих центральную роль в клеточном метаболизме липидов. Биогенез липидных телец и расходование запасаемых липидов контролируется белками семейства РАТ, которые экспрессируются на поверхности липидных телец, обеспечивают их взаимодействие с митохондриями и регулируют метаболизм содержащихся в них липидов за счет сопряжения с липазами. Представитель семейства РАТ белок ADRP (adipose differentiation-related protein) является основным в количественном отношении белком поверхности липидных телец, экспрессирующимся во многих типах клеток. Задача данной работы состояла в исследовании участия ADRP в формировании липидных телец и внутриклеточной аккумуляции ТАГ при действии различных стимулов – липолисахарида (ЛПС), экзогенной олеиновой кислоты и этомоксира, ингибитора карнитин-пальмитоилтрансферазы 1. Объектом работы являлись эпителиальные клетки, выделенные с мукозной поверхности мочевого пузыря лягушки. Инкубация клеток в течение 21 ч с ЛПС E.coli (25 мкг/мл), олеиновой кислотой (50 мкМ) и этомоксиром (100 мкМ) приводила к значительному росту числа и размеров липидных телец и увеличению внутриклеточного накопления ТАГ. Несмотря на то, что все использованные вещества эффективно стимулировали рост липидных телец, только инкубация с ЛПС сопровождалась резким увеличением экспрессии белка ADRP, тогда как в присутствии этомоксира или олеиновой кислоты экспрессия данного белка не изменялась. Обнаруженные различия свидетельствуют о том, что молекулярные механизмы, лежащие в основе формирования липидных телец и аккумуляции ТАГ при действии разных стимулов в одном и том же типе клеток, могут различаться в отношении участия белков, экспрессирующихся на поверхности липидных телец.

https://doi.org/10.1134/S0869813919120045
PDF

Литература

Fujimoto Y., Onoduka J., Homma K.J., Yamaguchi S., Mori M., Higashi Y., Makita M., Kinoshita T., Noda J., Itabe H., Takanoa T. Long-chain fatty acids induce lipid droplet formation in a cultured human hepatocyte in a manner dependent of Acyl-CoA synthetase. Biol. Pharm. Bull. 29(11): 2174-2180. 2006.

Ohsaki Y., Suzuki M., Fujimoto T. Open questions in lipid droplet biology. Chemistry & Biology. 21: 86-96. 2014.

Walther T., Farese R. The life of lipid droplets. Biochim. Biophys. Acta. 1791(6): 459-466. 2009.

Welte M.A., Gould A.P. Lipid droplet functions beyond energy storage. Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell. Biol. Lipids. 1862: 1260-1272. 2017.

Bozza P., Bakker-Abreu I., Navarro-Xavier RA, Bandeira-Melo C. Lipid body function in eicosanoid synthesis: an update. Prostaglandins, Leucotrienes and Essential Fatty Acids. 85: 205-213. 2011.

Johnson M., Vaughn B., Triggiani M., Swan D., Fonteh A., Chilton F. Role of arachidonyl triglycerides within lipid bodies in eicosanoid formation by human polymorphonuclear cells. Am. J. Respire Cell. Mol. Biol. 21: 253-258. 1999.

Olofsson S., Bostrom P., Andersson L., Rutberg M., Perman J., Borén J. Lipid droplets as dynamic organelles connecting storage and efflux of lipids. Biochim. Biophys. Acta. 1791(6): 448-458. 2009.

Bickel P.E., Tansey J.T., Welte M.A. PAT proteins, an ancient family of lipid droplet proteins that regulate cellular lipid stores. Biochim. Biophys. Acta. 1791: 419-440. 2009.

Brasaemle D. Thematic review series: adipocyte biology. The perilipin family of structural lipid droplet proteins: stabilization of lipid droplets and control of lipolysis. J. Lipid Res. 48(12): 2547-2559. 2007.

Londos C., Sztalryd C., Tansey J., Kimmel A. Role of PAT proteins in lipid metabolism. Biochimie. 87(1): 45-49. 2005.

Sztalryd C., Kimmel A.R. Perilipins: lipid droplet coat proteins adapted for tissue-specific energy storage and utilization, and lipid cytoprotection. Biochimie. 96: 96-101. 2014.

Wolins N., Rubin B., Brasaemle D. TIP47 associates with lipid droplets. J. Biol. Chem. 276: 5101-5108. 2001.

Chang B.H., Chan L. Regulation of Triglyceride Metabolism. III. Emerging role of lipid droplet protein ADFP in health and disease. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 292(6): G1465-G1468. 2007.

Brasaemle D.L., Barber T., Wolins N.E., Serrero G., Blanchette-Mackie E.J., Londos C.

Adipose differentiation-related protein is an ubiquitously expressed lipid storage droplet-associated protein. J. Lipid Res. 38(11): 2249-2263. 1997.

Heid H.W., Moll R., Schwetlick I., Rackwitz H.R, Keenan T.W. Adipophilin is a specific marker of lipid accumulation in diverse cell types and diseases. Cell Tissue Res. 294(2): 309-321. 1998.

Imamura M., Inoguchi T., Ikuyama S., Taniguchi S., Kobayashi K., Nakashima N., Nawata H. ADRP stimulates lipid accumulation and lipid droplet formation in murine fibroblasts. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 283(4): E775-E783. 2002.

Larigauderie G., Cuaz-Pérolin C., Younes A.B., Furman C., Lasselin C., Copin C., Jaye M., Fruchart J.C., Rouis M. Adipophilin increases triglyceride storage in human macrophages by stimulation of biosynthesis and inhibition of beta-oxidation. FEBS J. 273: 3498-3510. 2006.

Wang, J., Si, Y., Wu, C., Sun, L., Ma, Y., Ge, A., Li, B. Lipopolysaccharide promotes lipid accumulation in human adventitial fibroblasts via TLR4-NF-κB pathway. Lipids Health Dis. 2012. 11, 139. doi: 10.1186/1476-511X-11-139

Федорова Е.В., Фок Е.М., Бахтеева В.Т., Лаврова Е.А., Парнова Р.Г. Триацилглицерины липидных телец как место депонирования экзо- и эндогенных ненасыщенных жирных кислот при повышении их концентрации в эпителиальных клетках. Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 100(8): 964-977. 2014. [Fedorova E.V., Fok E.M., Bakhteeva V.T., Lavrova E.A., Parnova R.G. Deposition of exogenous and endogenously generated unsaturated fatty acids in lipid droplets triacylglycerol as a mechanism of its sequestration in epithelial cells. Russ. J. Physiol. 100(8): 964-978. 2014. (In Russ.)].

Fock E., Bachteeva V., Lavrova E., Parnova R. Mitochondrial-targeted antioxidant MitoQ prevents E. coli lipopolysaccharide-induced accumulation of triacylglycerol and lipid droplets biogenesis in epithelial cells. J. Lipids. 2018. Article ID 5745790, 11 pages, https://doi.org/10.1155/2018/5745790

Khatchadourian A., Bourque S.D., Richard V.R., Titorenko V.I., Maysinger D. Dynamics and regulation of lipid droplet formation in lipopolysaccharide (LPS)-stimulated microglia. Biochim. Biophys. Acta. 1821: 607-617. 2012.

Feingold K.R., Kazemi M.R., Magra C.M., McDonald C.M., Chui J.K., Shigenaga J.K., Patzek S.M., Chan Z.W., Londos C., Grunfeld C. ADRP/ADFP and Mal1 expression are increased in macrophages treated with TLR4 agonists. Atherosclerosis. 209: 81-88. 2010.

Feingold K.R., Shigenaga J.K., Kazemi M.R., McDonald C.M., Patzek S.M., Cross A.S., Moser A., Grunfeld C. Mechanisms of triglyceride accumulation in activated macrophages. J. Leukoc. Biol. 92: 829-839. 2012.

Listenberger L.L., Ostermeyer-Fay A.G., Goldberg E.B., Brown W.J., Brown D.A. Adipocyte differentiation-related protein reduces the lipid droplet association of adipose triglyceride lipase and slows triacylglycerol turnover. J. Lipid Res. 48: 2751-2761. 2007.

Fock E., Lavrova E., Bachteeva V., Nikolaeva S., Parnova R. Suppression of fatty acid β-oxidation and energy deficiency as a cause of inhibitory effect of E.coli lipopolysaccharide on osmotic water transport in the frog urinary bladder. Comp. Biochem. Physiol. Part C: Toxicol. Pharmacol. 218: 81-87. 2019.

Fujimoto T., Ohsaki Y., Cheng J., Suzuki M., Shinohara Y. Lipid droplets: a classic organelle with new outfits. Histochem. Cell. Biol. 130(2): 263-279. 2008.

Weller P.F., Ryeom S.W., Picard S.T., Ackerman S.J., Dvorak A.M. Cytoplasmic lipid bodies of neutrophils: formation induced by cis-unsaturated fatty acids and mediated by protein kinase C. J. Cell. Biol. 113(1): 137-146. 1991.

Fan B., Ikuyama S., Gu J.Q., Wei P., Oyama J., Inoguchi T., Nishimura J. Oleic acid-induced ADRP expression requires both AP-1 and PPAR response elements, and is reduced by Pycnogenol through mRNA degradation in NMuLi liver cells. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 297(1): E112-E123. 2009.

Wei P., Taniguchi S., Sakai Y., Imamura M., Inoguchi T., Nawata H., Oda S., Nakabeppu Y., Nishimura J., Ikuyama S. Expression of adipose differentiation-related protein is conjointly regulated by PU.1 and AP-1 in macrophages. J. Biochem. 138: 399-412. 2005.

Gao J., Ye H., Serrero G. Stimulation of adipose differentiation related protein (ADRP) expression in adipocyte precursors by long-chain fatty acids. J. Cell. Physiol. 182(2): 297-302. 2000.

Grasselli E., Voci A., Pesce C., Canesi L., Fugassa E., Gallo G., Vergani L. PAT protein mRNA expression in primary rat hepatocytes: Effects of exposure to fatty acids. Int. J. Mol. Med. 25(4): 505-512. 2010.

Sztalryd C., Bell M., Lu X., Mertz P., Hickenbottom S., Chang B.H., Chan L., Kimmel A.R., Londos C. Functional compensation for adipose differentiation-related protein (ADFP) by Tip47 in an ADFP null embryonic cell line. J. Biol. Chem. 281(45): 34341-34348. 2006.

Jin Y., Tan Y., Chen L., Liu Y., Ren Z. Reactive Oxygen Species Induces Lipid Droplet Accumulation in HepG2 Cells by Increasing Perilipin 2 Expression. Int. J. Mol. Sci. 2018. 19(11). pii: E3445. doi: 10.3390/ijms19113445

Kimmel A.R., Sztalryd C. Perilipin 5, a lipid droplet protein adapted to mitochondrial energy utilization. Curr. Opin. Lipidol. 25(2): 110-117. 2014.

Wang H., Sreenivasan U., Hu H., Saladino A., Polster B.M., Lund L.M., Gong D.W., Stanley W.C., Sztalryd C. Perilipin 5, a lipid droplet-associated protein, provides physical and metabolic linkage to mitochondria. J. Lipid Res. 52(12): 2159-2168. 2011.

Zhong W., Fan B., Cong H., Wang T., Gu J. Oleic acid-induced perilipin 5 expression and lipid droplets formation are regulated by the PI3K/PPARα pathway in HepG2 cells. Appl. Physiol. Nutr. Metab. 44(8): 840-848. 2019.

Nose F., Yamaguchi T., Kato R., Aiuchi T., Obama T., Hara S., Yamamoto M., Itabe H. Crucial role of perilipin-3 (TIP47) in formation of lipid droplets and PGE2 production in HL-60-derived neutrophils. PLoS One. 2013. 8(8): e71542. doi: 10.1371/journal.pone.0071542

Shen G., Ning N., Zhao X., Liu X., Wang G., Wang T., Zhao R., Yang C., Wang D., Gong P., Shen Y., Sun Y., Zhao X., Jin Y., Yang W., He Y., Zhang L., Jin X., Li X. Adipose differentiation-related protein is not involved in hypoxia inducible factor-1-induced lipid accumulation under hypoxia. Mol. Med. Rep. 12(6): 8055-8061. 2015.