ИССЛЕДОВАНИЕ ФУНКЦИЙ МОЗГА ГЕНЕТИЧЕСКИ КОДИРУЕМЫМИ ИНСТРУМЕНТАМИ
PDF

Ключевые слова

антисенс-нокдаун
РНК-интерференция
оптогенетика
хемогенетика
редактирование генома
управление экспрессией генов

Как цитировать

Дыгало , Н. Н. (2019). ИССЛЕДОВАНИЕ ФУНКЦИЙ МОЗГА ГЕНЕТИЧЕСКИ КОДИРУЕМЫМИ ИНСТРУМЕНТАМИ. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 105(11), 1381–1391. https://doi.org/10.1134/S0869813919110049

Аннотация

Методы, базирующиеся на генетически кодируемых молекулярных конструкциях, такие как антисенс-нокдаун и РНК-интерференция, изменяющие экспрессию целевых генов, широко используются для анализа функции кодируемых этими генами белков, а также находят применение в медицинской практике. С помощью этих методов, например, было установлено, что даже кратковременное снижение экспрессии одного из рецепторов норадреналина в критический период развития мозга оставляет длительный след на нейрохимическом и поведенческом уровнях в последующей жизни. Доставка в клетки мозга вирусных конструкций, кодирующих какие-либо белки, влияющие на функции клетки, или малые шпилечные РНК (shRNA), снижающие экспрессию целевого гена, также находит применение в нейробиологии. Ярким проявлением мощи генетически кодируемых инструментов в исследованиях центральной нервной системы, инструментов, потенциально пригодных для управления активностью клеток мозга с терапевтическими целями, являются оптогенетика и хемогенетика. Оба подхода реализуются путем экспрессии в желаемом типе клеток новых для организма рецепторов, реагирующих на свет определенной длины волны или несвойственную для организма химическую молекулу лиганда. Эти подходы позволяют оценить функциональные последствия изменения активности специфической популяции нейронов, что обеспечило, например, существенный прогресс в расшифровке механизмов центральной регуляции поведения. Так, с помощью оптогенетики обнаружено, что активация глутаматергических нейронов дорзального гиппокампа индуцирует депрессивно-подобное поведение, а антидепрессантный эффект кетамина на это поведение осуществляется прямым действием препарата на NMDA- рецепторы. Разработанные в последние несколько лет методы редактирования генома и управления экспрессией генов на основе бактериальных CRISPR/Cas систем уже используются для изучения функции мозга. В настоящее время на модельных объектах с оптимистическими ожиданиями разрабатываются возможные способы применения опто- и хемогенетики, а также CRISPR/Cas технологий в медицине.

https://doi.org/10.1134/S0869813919110049
PDF

Литература

Sprengel R., Hasan M.T. Tetracycline-controlled genetic switches. Handb. Exp. Pharmacol. (178): 49-72. 2007.

Harris J.A., Hirokawa K.E., Sorensen S.A., Gu H., Mills M., Ng L.L., Bohn P., Mortrud M., Ouellette B., Kidney J., Smith K.A., Dang C., Sunkin S., Bernard A., Oh S.W., Madisen L., Zeng H. Anatomical characterization of Cre driver mice for neural circuit mapping and manipulation. Front Neural Circuits. 8: 76. 2014.

Schoch K.M., Miller T.M. Antisense oligonucleotides: translation from mouse models to human neurodegenerative diseases. Neuron. 94(6): 1056-1070. 2017.

Juliano R.L. The delivery of therapeutic oligonucleotides. Nucleic Acids Res. 44(14): 6518-6548. 2016.

Dygalo N.N., Kalinina T.S., Lanshakov D.A. Translocation of oligonucleotide-oligosaccharide complexes into cells of the brain. Dokl. Biochem. Biophys. 479(1): 108-110. 2018.

Cwetsch A.W., Pinto B., Savardi A., Cancedda L. In vivo methods for acute modulation of gene expression in the central nervous system. Prog. Neurobiol. 168: 69-85. 2018.

Tabata H., Nakajima K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103(4): 865-872. 2001.

Palfi S., Gurruchaga J.M., Lepetit H., Howard K., Ralph G.S., Mason S., Gouello G., Domenech P., Buttery P.C., Hantraye P., Tuckwell N.J., Barker R.A., Mitrophanous K.A. Long-term follow-up of a phase i/ii study of prosavin, a lentiviral vector gene therapy for parkinson's disease. Hum. Gene Ther. Clin. Dev. 29(3): 148-155. 2018.

Dygalo N.N., Kalinina T.S., Shishkina G.T. Biological efficacy of antisense oligonucleotides complementary to over-lapping regions of the mRNA target. Russ. Chem. Bull. International Edition. 51(7): 1031–1034. 2002.

Sahu N.K., Shilakari G., Nayak A., Kohli D.V. Antisense technology: a selective tool for gene expression regulation and gene targeting. Curr. Pharm. Biotechnol. 8(5): 291-304. 2007.

Shishkina G.T., Kalinina T.S., Sournina N.Y., Dygalo N.N. Effects of antisense to the (alpha)2A-adrenoceptors administered into the region of the locus ceruleus on behaviors in plus-maze and sexual behavior tests in sham-operated and castrated male rats. J. Neurosci. 21(2): 726-731. 2001.

Finkel R.S., Chiriboga C.A., Vajsar J., Day J.W., Montes J., De Vivo D.C., Yamashita M., Rigo F., Hung G., Schneider E., Norris D.A., Xia S., Bennett C.F., Bishop K.M. Treatment of infantile-onset spinal muscular atrophy with nusinersen: a phase 2, open-label, dose-escalation study. Lancet. 388(10063): 3017-3026. 2016.

Mercuri E., Darras BT., Chiriboga CA., Day JW., Campbell C., Connolly A.M., Iannaccone ST., Kirschner J., Kuntz N.L., Saito K., Shieh P.B., Tulinius M., Mazzone E.S., Montes J., Bishop K.M., Yang Q., Foster R., Gheuens S., Bennett C.F., Farwell W., Schneider E., De Vivo D.C., Finkel R.S.; CHERISH Study Group. Nusinersen versus sham control in later-onset spinal muscular atrophy. N. Engl. J. Med. 378(7): 625-635. 2018.

Elbashir S.M., Harborth J., Lendeckel W., Yalcin A., Weber K., Tuschl T. Duplexes of 21-nucleotide RNAs mediate RNA interference in cultured mammalian cells. Nature. 411(6836): 494-498. 2001.

Reynolds A., Leake D., Boese Q., Scaringe S., Marshall W.S., Khvorova A. Rational siRNA design for RNA interference. Nat. Biotechnol. 22(3): 326-330. 2004.

Shishkina G.T., Kalinina T.S., Dygalo N.N. Attenuation of alpha2A-adrenergic receptor expression in neonatal rat brain by RNA interference or antisense oligonucleotide reduced anxiety in adulthood. Neuroscience. 129(3): 521-528. 2004.

Dygalo N.N., Kalinina T.S., Shishkina G.T. Neonatal programming of rat behavior by downregulation of alpha2A-adrenoreceptor gene expression in the brain. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1148: 409-414. 2008.

Wyszko E., Rolle K., Nowak S., Zukiel R., Nowak M., Piestrzeniewicz R., Gawrońska I., Barciszewska M.Z., Barciszewski J. A multivariate analysis of patients with brain tumors treated with ATN-RNA. Acta Pol. Pharm. 65(6): 677-684. 2008.

Adams D., Gonzalez-Duarte A., O'Riordan W.D., Yang C.C., Ueda M., Kristen A.V., Tournev I., Schmidt H.H., Coelho T., Berk J.L., Lin K.P., Vita G., Attarian S., Planté-Bordeneuve V., Mezei M.M., Campistol J.M., Buades J., Brannagan T.H. 3rd, Kim B.J., Oh J., Parman Y., Sekijima Y., Hawkins P.N., Solomon S.D., Polydefkis M., Dyck P..J, Gandhi P.J., Goyal S., Chen J., Strahs A.L., Nochur S.V., Sweetser M.T., Garg P.P., Vaishnaw A.K., Gollob J.A., Suhr O.B. Patisiran, an RNAi therapeutic, for hereditary transthyretin amyloidosis. N. Engl. J. Med. 379(1): 11-21. 2018.

Sarno E., Robison A.J. Emerging role of viral vectors for circuit-specific gene interrogation and manipulation in rodent brain. Pharmacol. Biochem. Behav. 174: 2-8. 2018.

McCarty D.M., Young S.M. Jr., Samulski R.J. Integration of adeno-associated virus (AAV) and recombinant AAV vectors. Annu. Rev. Genet. 38: 819–845. 2004.

Tye K.M., Deisseroth K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nature Rev. Neurosci. 13: 251–266. 2012.

Verheij M.M.M., Contet C., Karel P., Latour J., van der Doelen R.H.A., Geenen B., van Hulten J.A., Meyer F., Kozicz T., George O., Koob G.F., Homberg J.R. Median and dorsal raphe serotonergic neurons control moderate versus compulsive cocaine intake. Biol. Psychiatry. 83:1024–1035. 2018.

Gong S., Doughty M., Harbaugh C.R., Cummins A., Hatten M.E., Heintz N., Gerfen C.R. Targeting Cre recombinase to specific neuron populations with bacterial artificial chromosome constructs. J. Neurosci. 27(37): 9817–9823. 2007.

Song M.S., Rossi J.J. Molecular mechanisms of Dicer: endonuclease and enzymatic activity. Biochem. J. 474(10): 1603-1618. 2017.

Toro C.G., Mueller C. Design of shRNA and miRNA for delivery to the CNS. Methods Mol. Biol. 1382: 67–80. 2016.

Albert K., Voutilainen M.H., Domanskyi A., Airavaara M. AAV vector-mediated gene delivery to substantia nigra dopamine neurons: implications for gene therapy and disease models. Genes (Basel). 8(2): 63. 2017.

Chtarto A., Bockstael O., Tshibangu T., Dewitte O., Levivier M., Tenenbaum L. A next step in adeno-associated virus-mediated gene therapy for neurological diseases: regulation and targeting. Br. J. Clin. Pharmacol. 76(2): 217-232. 2013.

Das A.T., Tenenbaum L., Berkhout B. Tet-on systems for doxycycline-inducible gene expression. Curr. Gene Ther. 16(3): 156-167. 2016.

Shishkina G.T., Lanshakov D.A., Bannova A.V., Kalinina T.S., Agarina N.P., Dygalo N.N. Doxycycline used for control of transgene expression has its own effects on behaviors and Bcl-xl in the rat hippocampus. Cell. Mol. Neurobiol. 38(1): 281-288. 2018.

Nishiyama J. Genome editing in the mammalian brain using the CRISPR-Cas system. Neurosci. Res. 141: 4-12. 2019.

Senis E., Fatouros C., Grosse S., Wiedtke E., Niopek D., Mueller A. K., Borner K.,

Grimm D. CRISPR/Cas9—mediated genome engineering: an adeno-associated viral

(AAV) vector toolbox. Biotechnol. J. 9: 1402—1412. 2014.

Swiech L., Heidenreich M., Banerjee A., Habib N., Li Y., Trombetta J., Sur M., Zhang F. In vivo interrogation of gene function in the mammalian brain using CRISPR-Cas9.

Nat. Biotechnol. 33: 102—106. 2015.

Sander J. D., Jong J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nat. Biotechnol. 32: 347—355. 2014.

Straub C., Granger A. J., Saulnier J. L., Sabatini B. L. CRISPR/Cas9—mediated gene knock-down in post-mitotic neurons. PLoS One. 9: e105584. 2014.

Chavez A., Scheiman J., Vora S., Pruitt B. W., Tuttle M., P R Iyer E., Lin S., Kiani S., Guzman C.D., Wiegand D.J., Ter-Ovanesyan D., Braff J.L., Davidsohn N., HousdenB. E., Perrimon N., Weiss R., Aach J., Collins J. J., Church G. M. Highly efficient Cas9-mediated transcriptional programming. Nat. Methods. 12:326—328. 2015.

Lau C.H., Ho J.W., Lo P.K., Tin C. Targeted transgene activation in the brain tissue by systemic delivery of engineered AAV1 expressing CRISPRa. Mol. Ther. Nucleic Acids. 16: 637-649. 2019.

Savell K.E., Day J.J. Applications of CRISPR/Cas9 in the Mammalian Central Nervous System. Yale J. Biol. Med. 90(4):567-581. 2017.

Boyden E.S., Zhang F., Bamberg E., Nagel G., Deisseroth K. Millisecond timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8: 1263–1268. 2005.

Gremel C.M., Costa R.M. Orbitofrontal and striatal circuits dynamically encode the shift between goal-directed and habitual actions. Nat. Commun. 4: 2264. 2013.

Fenno L., Yizhar O., Deisseroth K. The development and application of optogenetics. Annu. Rev. Neurosci. 34: 389-412. 2011.

Sternson S.M., Roth B.L. Chemogenetic tools to interrogate brain functions. Annu. Rev. Neurosci. 37: 387-407. 2014.

Urban D.J., Roth B.L. DREADDs (designer receptors exclusively activated by designer drugs): chemogenetic tools with therapeutic utility. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 55: 399-417. 2015.

Dygalo N.N., Shishkina G.T. Optogenetic approach in investigations of pathophysiology and therapy of depression. Zh. vysshei nervn. deyatelnosti im. I.P. Pavlova. 67(5): 32-40. 2017.

Dygalo N.N., Lanshakov D.A., Drozd U.S., Sukhareva E.V., Bulygina V.V., Kalinina T.S. Optogenetic activation of the CA1 hippocampal pyramidal neurons induces a depressive-like behavioral phenotype. Eur. Neuropsychopharmacol. 26(S2): S277-S278. 2016.

Lanshakov D.A., Drozd U.S., Dygalo N.N. Optogenetic stimulation increases level of antiapoptotic protein Bcl-xL in neurons. Biochemistry (Mosc). 82(3): 340-344. 2017.

Sternson S.M., Roth B.L. Chemogenetic tools to interrogate brain functions. Annu. Rev. Neurosci. 37: 387-407. 2014.

Campbell E.J., Marchant N.J. The use of chemogenetics in behavioural neuroscience: receptor variants, targeting approaches and caveats. Br. J. Pharmacol. 175(7):.994-1003. 2018.

Yun S., Reynolds R.P., Petrof I., White A., Rivera P.D., Segev A., Gibson A.D., Suarez M., DeSalle M.J., Ito N., Mukherjee S., Richardson D.R., Kang C.E., Ahrens-Nicklas R.C., Soler I., Chetkovich D.M., Kourrich S., Coulter D.A., Eisch A.J. Stimulation of entorhinal cortex-dentate gyrus circuitry is antidepressive. Nat. Med. 24(5): 658-666. 2018.

Duman R.S., Sanacora G., Krystal J.H. Altered connectivity in depression: GABA and glutamate neurotransmitter deficits and reversal by novel treatments. Neuron. 102(1): 75-90. 2019.