Аннотация
Цель настоящей работы заключалась в сравнении структурной организации возбуждающих синаптических контактов в интраокулярных септальных трансплантатах, проявляющих нормальную и эпилептиформную активность. Работа выполнена на крысах породы Вистар. В качестве донорского материала для трансплантации служила септальная область мозга, выделенная из 17-дневных плодов крыс. Через 3 месяца после операции проводили тестирование электрофизиологических свойств нейротрансплантатов, используя кратковременную стимуляцию одиночными электрическими импульсами. По результатам тестирования трансплантаты разделили на две группы: с нормальной и эпилептиформной активностью. Микроскопическое изучение нейротрансплантатов из обеих групп показало, что нервные и глиальные клетки, а также нейропиль, состоящий из аксонов, дендритов, синаптических окончаний и астроцитарных отростков, были хорошо дифференцированы. Аксо-дендритные и аксо-шипиковые синаптические окончания рассматривались как трехчастные структурные комплексы (tripartite synapses), в состав которых входили не только пре- и постсинаптические компоненты, но и окружающие их отростки астроцитов. Большинство из них имели морфологические признаки возбуждающих контактов с четко выраженными постсинаптическими уплотнениями, размер которых считается коррелятом эффективности нервной передачи. Морфометрический анализ таких синапсов из функционально разных типов трансплантатов не выявил достоверной разницы в протяженности постсинаптических уплотнений, а также в площади сечения и периметре пресинаптических бутонов. В то же время были обнаружены большие различия в степени окружения синапсов астроцитарными отростками. В трансплантатах, характеризующихся эпилептиформной активностью, доля перисинаптических отростков была в 1.8 раз ниже, чем в контроле. Полученные данные свидетельствуют о том, что пресинаптические отростки астроцитов первыми реагируют на электрическую стимуляцию и инициируют развитие эпилептиформной активности. Предполагается, что уменьшение астроцитарного покрытия возбуждающих синапсов способствует распространению нейромедиаторов по межклеточным пространствам и вовлечению соседних нейронов в синхронизованную нейрональную активность.
Литература
Oberheim N.A., Tian G-F., Han X., Peng W., Takano T., Ransom B., Nedergaard M. Loss of astrocytic domain organization in the epileptic brain. J. Neurosci. 28(13): 3264 –3276. 2008.
Thind K.K., Yamawaki R., Phanwar I., Zhang G., Wen X., Buckmaster P.S. Initial loss but later excess of GABAergic synapses with dentate granule cells in a rat model of temporal lobe epilepsy. J. Comp. Neurol. 518(5): 647–667. 2010.
Castro O.W., Furtado M.A., Tilelli C.Q., Fernandes A., Pajolla G.P., Garcia-Cairasco N. Comparative neuroanatomical and temporal characterization of FluoroJade-positive neurodegeneration after status epilepticus induced by systemic and intrahippocampal pilocarpine in Wistar rats. Brain Res. 1374: 43-55. 2011.
Losi G., Marcon I., Mariotti L., Sessolo M., Chiavegato A., Carmignoto G. A brain slice experimental model to study the generation and the propagation of focally-induced epileptiform activity. J. Neurosci. Methods. 260: 125-131. 2016.
Malkin S.L., Amakhin D.V., Veniaminova E.A., Kim K., Zubareva O.E., Magazanik L.G., Zaitsev A.V. Changes of AMPA receptor properties in the neocortex and hippocampus following pilocarpine-induced status epilepticus in rats. Neuroscience. 327: 146–155. 2016.
Amakhin D.V., Malkin S.L., Ergina J.L., Kryukov K.A., Veniaminova E.A., Zubareva O.E., Zaitsev A.V. Alterations in properties of glutamatergic transmission in the temporal cortex and hippocampus following pilocarpine-induced acute seizures in Wistar rats. Front. Cell Neurosci. 11: 264. 2017. doi: 10.3389/fncel.2017.00264
Hasan U., Singh S.K. The astrocyte–neuron interface: an overview on molecular and cellular dynamics controlling formation and maintenance of the tripartite synapse. Methods Mol. Biol. 1938: 3-18. 2019.
Bragin A.G., Vinogradova O.S. Comparison of neuronal activity in septal and hippocampal grafts developing in the anterior eye chamber of the rat. Brain Res. 312(2): 279-286. 1983.
Laura M.C., Xóchitl F.P., Anne S., Alberto M.V. Analysis of connexin expression during seizures induced by 4-aminopyridine in the rat hippocampus. J. Biomed. Sci. 22(1): 69-80. 2015.
Fonnum F. Glutamate: a neurotransmitter in mammalian brain. J. Neurochem. 42(1): 1-11. 1984.
Gray E.G. Electron microscopy of excitatory and inhibitory synapses: a brief review. Prog. Brain Res. 31: 141–155. 1969.
Araque A., Parpura V., Sanzgiri R.P., Haydon P.G. Tripartite synapses: glia, the unacknowledged partner. Trends Neurosci. 22: 208–215. 1999.
Verkhratsky A., Nedergaard M., Hertz L. Why are astrocytes important? Neurochem. Res. 40(2): 389-401. 2015.
Gavrilov N., Golyagina I., Brazhe A., Scimemi A., Turlapov V., Semyanov A. Astrocytic coverage of dendritic spines, dendritic shafts, and axonal boutons in hippocampal neuropil. Front. Cell Neurosci. 12: 248. 2018. doi: 10.3389/fncel.2018.00248
Zhuravleva Z.N., Bragin A.G., Vinogradova O.S. Organization of the nervous tissue (hippocampus and septum) developing in the anterior eye chamber. I. General characteristic and non-neural elements. J. Hirnforsch. 25(3): 313-330. 1984.
Zhuravleva Z.N., Bragin A.G., Vinogradova O.S. Organization of the nervous tissue (hippocampus and septum) developing in the anterior eye chamber. II. Neuronal perikarya and dendritic processes. J. Hirnforsch. 26(4): 419-437. 1985.
Qu L., Akbergenova Y., Hu Y., Schikorski T. Synapse-to-synapse variation in mean synaptic vesicle size and its relationship with synaptic morphology and function. J. Comp. Neurol. 514: 343–352. 2009.
Harris K.M., Weinberg R.J. Ultrastructure of synapses in the mammalian brain. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 4(5). 2012. doi: 10.1101/cshperspect.a005587.
Nikonenko I., Jourdain P., Alberi S., Toni N., Muller D. Activity-induced changes of spine morphology. Hippocampus. 12(5): 585-591. 2002.
Ganeshina O., Berry R.W., Petralia R.S., Nicholson D.A., Geinisman Y. Synapses with a segmented, completely partitioned postsynaptic density express more AMPA receptors than other axospinous synaptic junctions. Neuroscience. 125(3): 615-623. 2004.
Bernardinelli Y., Muller D., Nikonenko I. Astrocyte-Synapse Structural Plasticity. Neural Plasticity. 2014: 232105. 2014. doi:10.1155/2014/232105
Eulenburg V., Gomeza J. Neurotransmitter transporters expressed in glial cells as regulators of synapse function. Brain Res. Rev. 63(1-2): 103-112. 2010.
Mehta A., Prabhakar M., Kumar P., Deshmukh R., Sharma P.L. Excitotoxicity: bridge to various triggers in neurodegenerative disorders. Eur. J. Pharm. 698: 6–18. 2013.
Sibille J., Pannasch U., Rouach N. Astroglial potassium clearance contributes to short-term plasticity of synaptically evoked currents at the tripartite synapse. J. Physiol. 592: 87–102. 2014.
Lebedeva A., Plata A., Nosova O., Tyurikova O., Semyanov A. Activity-dependent changes in transporter and potassium currents in hippocampal astrocytes. Brain Res. Bull. 136: 37-43. 2018.
Genoud C., Quairiaux C., Steiner P., Hirling H., Welker E., Knott G. Plasticity of astrocytic coverage and glutamate transporter expression in adult mouse cortex. PloS Biol. 4(11): 2057-2064. 2006.
Lushnikova I., Skibo G., Muller D., Nikonenko I. Synaptic potentiation induces increased glial coverage of excitatory synapses in CA1 hippocampus. Hippocampus. 19: 753–762. 2009.
Gordleeva S. Y., Stasenko S. V., Semyanov A. V., Dityatev A. E., Kazantsev V. B. Bi-directional astrocytic regulation of neuronal activity within a network. Front. Comput. Neurosci. 6: 92. 2012. doi: 10.3389/fncom.2012.00092
Semyanov A. Can diffuse extrasynaptic signaling form a guiding template? Neurochem. Int. 52(1-2): 31–33. 2008.
Agnati L.F., Guidolin D., Guescini M., Genedani S., Fuxe K. Understanding wiring and volume transmission. Brain Res. Rev. 64(1): 137-159. 2010.
Zhuravleva Z.N., Hutsyan S.S., Zhuravlev G.I. Phenotypic differentiation of neurons in intraocular transplants. Russ. J. Develop. Biol. 47(3): 147-153. 2016.