ВЛИЯНИЕ ИНДУКТОРА НЕЙРОВОСПАЛЕНИЯ НА КОМПОНЕНТЫ НЕЙРОВАСКУЛЯРНОЙ ЕДИНИЦЫ ГОЛОВНОГО МОЗГА IN VITRO
PDF

Ключевые слова

эндотелиоцит
астроцит
зернистый нейрон
липополисахарид
менадион
митохондрии

Как цитировать

Стельмашук, Е. В., Капкаева , М. Р., Розанова, Н. А., Александрова , О. П., Генрихс , Е. Е., Обмолов , В. В., Новикова , С. В., & Исаев, Н. К. (2022). ВЛИЯНИЕ ИНДУКТОРА НЕЙРОВОСПАЛЕНИЯ НА КОМПОНЕНТЫ НЕЙРОВАСКУЛЯРНОЙ ЕДИНИЦЫ ГОЛОВНОГО МОЗГА IN VITRO. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 108(5), 686–696. https://doi.org/10.31857/S0869813922050107

Аннотация

Существует тесная связь капилляров мозга с функциональной нагрузкой нейронов и глиальных клеток, что позволяет рассматривать их как единый структурно-функциональный комплекс – нейроваскулярную единицу. Изучено влияние липополисахарида (ЛПС, 5 - 30 мкг/мл, 24ч) на продукцию оксида азота и действие менадиона (5 - 50 мкМ, 24 ч) на жизнеспособность клеток в культурах зернистых нейронов, клеток эндотелия коры головного мозга и астроцитов, оценен митохондрион в разных типах клеток. Найдено, что применение 5 мкг/мл ЛПС вызывало интенсивную продукцию оксида азота в клеточных культурах. Наибольший эффект был показан для астроцитов, в которых ЛПС вызывал достоверное увеличение продукции оксида азота более, чем в 8 раз. В культурах зернистых нейронов данное воздействие вызывало увеличение продукции оксида азота почти в 5 раз. Самый слабый ответ на стимуляцию продукции оксида азота был показан для клеток эндотелия - в 1.7 раза. Для индукции окислительного повреждения в среду культивирования вносили менадион. 10 мкМ менадиона было достаточно для полной гибели зернистых нейронов. Повреждение клеток эндотелия и астроцитов наблюдалось только при повышении концентрации менадиона до 50 мкМ. Так как окислительный стресс при действии менадиона опосредован митохондриями, была выполнена оценка митохондриона в интактных клетках. Показано, что в астроцитах и эндотелии митохондрии многочисленны и представляют собой длинные изогнутые тяжи, тогда как в зернистых нейронах эти органеллы гораздо мельче по размеру, округлой формы.

Таким образом, в нейроваскулярной единице головного мозга при развитии нейровоспаления главными продуцентами оксида азота являются астроциты, а наиболее чувствительными к окислительному стрессу, несмотря на относительно слабое развитие митохондриона, являются нейроны, при этом клетки церебрального эндотелия демонстрируют минимальный вклад в продукцию оксида азота.

https://doi.org/10.31857/S0869813922050107
PDF

Литература

Peters APS, Webster HD (1991) The Fine Structure of the Nervous System. New York: Oxford Univer Press 1991.-

Schaeffer S, Iadecola C (2021) Revisiting the neurovascular unit. Nat Neurosci 24(9):1198-1209. https://doi.org/10.1038/s41593-021-00904-7

Dobrynina LA (2018) Neurovascular coupling and cerebral perfusion in aging, cerebral microangiopathy and Alzheimer’s diseases. Ann Clin Exp Neurol 12(5):87-94. https://doi.org/10.25692/ACEN.2018.5.11

Han HS, Suk K (2005) The function and integrity of the neurovascular unit rests upon the integration of the vascular and inflammatory cell systems. Curr Neurovasc Res 2(5):409-423. https://doi.org/10.2174/156720205774962647

Tricoire L, Vitalis T (2012) Neuronal nitric oxide synthase expressing neurons: a journey from birth to neuronal circuits. Front Neural Circuits 6:82. https://doi.org/10.3389/fncir.2012.00082

Buskila Y, Farkash S, Hershfinkel M, Amitai Y (2005) Rapid and reactive nitric oxide production by astrocytes in mouse neocortical slices. Glia 52(3):169-176. https://doi.org/10.1002/glia.20217

Ko AR, Kim JY, Hyun HW, Kim JE (2015) Endothelial NOS activation induces the blood-brain barrier disruption via ER stress following status epilepticus. Brain Res 1622:163-173. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2015.06.020

Salmina AB, Komleva YK, Szijártó IA, Gorina YV, Lopatina OL, Gertsog GE, Filipovic MR, Gollasch M (2015) H2S- and NO-Signaling Pathways in Alzheimer's Amyloid Vasculopathy: Synergism or Antagonism? Front Physiol 6:361. https://doi.org/10.3389/fphys.2015.00361

Picón-Pagès P, Garcia-Buendia J, Muñoz FJ (2019) Functions and dysfunctions of nitric oxide in brain. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis 1865(8):1949-1967. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2018.11.007

Liu Y, Xue Q, Tang Q, Hou M, Qi H, Chen G, Chen W, Zhang J, Chen Y, Xu X (2013) A simple method for isolating and culturing the rat brain microvascular endothelial cells. Microvasc Res 90:199-205. https://doi.org/10.1016/j.mvr.2013.08.004

Weikert S, Freyer D, Weih M, Isaev N, Busch C, Schultze J, Megow D, Dirnagl U (1997) Rapid Ca2+-dependent NO-production from central nervous system cells in culture measured by NO-nitrite/ozone chemoluminescence. Brain Res 748(1-2):1-11. https://doi.org/10.1016/s0006-8993(96)01241-3

Stelmashook EV, Novikova SV, Isaev NK (2010) Glutamine effect on cultured granule neuron death induced by glucose deprivation and chemical hypoxia. Biochemistry (Mosc) 75(8):1039-1044. https://doi.org/10.1134/s0006297910080134

Favaron M, Manev RM, Rimland JM, Candeo P, Beccaro M, Manev H (1993) NMDA-stimulated expression of BDNF mRNA in cultured cerebellar granule neurones. Neuroreport 4(10):1171-1174. PMID: 8106000

Toth P, Tarantini S, Davila A, Valcarcel-Ares MN, Tucsek Z, Varamini B, Ballabh P, Sonntag WE, Baur JA, Csiszar A, Ungvari Z (2015) Purinergic glio-endothelial coupling during neuronal activity: role of P2Y1 receptors and eNOS in functional hyperemia in the mouse somatosensory cortex. Am J Physiol Heart Circ Physiol 309(11):H1837-H1845. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00463.2015

McConnell HL, Li Z, Woltjer RL, Mishra A (2019) Astrocyte dysfunction and neurovascular impairment in neurological disorders: Correlation or causation? Neurochem Int 128:70-84. https://doi.org/10.1016/j.neuint.2019.04.005

Kisler K, Nelson AR, Montagne A, Zlokovic BV (2017) Cerebral blood flow regulation and neurovascular dysfunction in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci 18(7):419-434. https://doi.org/10.1038/nrn.2017.48

Wong D, Dorovini-Zis K, Vincent SR (2004) Cytokines, nitric oxide, and cGMP modulate the permeability of an in vitro model of the human blood-brain barrier. Exp Neurol 190(2):446-455. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2004.08.008

Cantarella G, Lempereur L, D'Alcamo MA, Risuglia N, Cardile V, Pennisi G, Scoto GM, Bernardini R (2007) Trail interacts redundantly with nitric oxide in rat astrocytes: potential contribution to neurodegenerative processes. J Neuroimmunol 182(1-2):41-47. https://doi.org/10.1016/j.jneuroim.2006.09.007

Arias-Salvatierra D, Silbergeld EK, Acosta-Saavedra LC, Calderon-Aranda ES (2011) Role of nitric oxide produced by iNOS through NF-κB pathway in migration of cerebellar granule neurons induced by Lipopolysaccharide. Cell Signal 23(2):425-435. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2010.10.017

Karve IP, Taylor JM, Crack PJ (2016) The contribution of astrocytes and microglia to traumatic brain injury. Br J Pharmacol 173(4):692-702. https://doi.org/10.1111/bph.13125

Shih MT, Singh AK, Wang AM, Patel S (2004) Brain lesions with elevated lactic acid peaks on magnetic resonance spectroscopy. Curr Probl Diagn Radiol 33(2):85-95. https://doi.org/10.1016/j.cpradiol.2003.11.002

Boitsova EB, Morgun AV, Osipova ED, Pozhilenkova EA, Martinova GP, Frolova OV, Olovannikova RY, Tohidpour A, Gorina YV, Panina YA, Salmina AB (2018) The inhibitory effect of LPS on the expression of GPR81 lactate receptor in blood-brain barrier model in vitro. J Neuroinflammat 15(1):196. https://doi.org/10.1186/s12974-018-1233-2

Бойцова ЕБ, Моргун АВ, Осипова ЕД, Мартынова ГП, Салмина АБ (2020) Изменение рецепции и транспорта лактата церебральным эндотелием под воздействием индуктора вирусного и бактериального воспаления in vitro. Фундамент клин мед 5(1):8-14. [Boytsova EB, Morgun AV, Osipova ED, Martinova GP, Salmina AB (2020) Change of reception and lactate transport by cerebral endothelium under the influence of viral and bacterial inflammation in vitro. Fundament Clin Med 5(1):8-14. (In Russ)]. https://doi.org/10.23946/2500-0764-2020-5-1-8-14

Rinaldi C, Donato L, Alibrandi S, Scimone C, D'Angelo R, Sidoti A (2021) Oxidative Stress and the Neurovascular Unit. Life (Basel) 11(8):767. https://doi.org/10.3390/life11080767

Isaev NK, Stelmashook EV, Ruscher K, Andreeva NA, Zorov DB (2004) Menadione reduces rotenone-induced cell death in cerebellar granule neurons. Neuroreport 15(14):2227-2231. https://doi.org/10.1097/00001756-200410050-00017

Bayol-Denizot C, Daval JL, Netter P, Minn A (2000) Xenobiotic-mediated production of superoxide by primary cultures of rat cerebral endothelial cells, astrocytes, and neurones. Biochim Biophys Acta 1497(1):115-126. https://doi.org/10.1016/s0167-4889(00)00047-1

Huang X, Hussain B, Chang J (2021) Peripheral inflammation and blood-brain barrier disruption: effects and mechanisms. CNS Neurosci Ther 27(1):36-47. https://doi.org/10.1111/cns.13569

Stelmashook EV, Genrikhs EE, Aleksandrova OP, Amelkina GA, Zelenova EA, Isaev NK (2016) NMDA-Receptors Are Involved in Cu2+/Paraquat-Induced Death of Cultured Cerebellar Granule Neurons. Biochemistry (Mosc) 81(8):899-905. https://doi.org/10.1134/S0006297916080113

Stelmashook EV, Isaev NK, Zorov DB (2007) Paraquat potentiates glutamate toxicity in immature cultures of cerebellar granule neurons. Toxicol Lett 174(1-3):82-88. https://doi.org/10.1016/j.toxlet.2007.08.012