ПРЕДОТВРАЩЕНИЕ АТРОФИИ ТЕНОТОМИРОВАННОЙ КАМБАЛОВИДНОЙ МЫШЦЫ КРОЛИКА ПРИ ДЕНЕРВАЦИИ. НЕЙРОТРОФИЧЕCКОЕ ВЛИЯНИЕ.
PDF

Ключевые слова

атрофия мышц от бездеятельности
тенотомия
денервация
нейротрофины
колхицин

Как цитировать

Туртикова, О., Алтаева, Э., Шарло, К., Еремеев, А., Ахметов, Н., Балтин, М., Балтина, Т., & Шенкман, Б. (2018). ПРЕДОТВРАЩЕНИЕ АТРОФИИ ТЕНОТОМИРОВАННОЙ КАМБАЛОВИДНОЙ МЫШЦЫ КРОЛИКА ПРИ ДЕНЕРВАЦИИ. НЕЙРОТРОФИЧЕCКОЕ ВЛИЯНИЕ. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 104(12), 1489—1502. https://doi.org/10.1134/S0869813918120099

Аннотация

В 30—40-х гг. XX в. Р. Лейбсон и А. Г. Гинецинским с коллегами были проведены эксперименты на кроликах, в которых показано, что изменения при тенотомии камбаловидной мышцы полностью элиминируются, если одновременно производится перерезка седалищного нерва. Авторы сделали вывод, что атрофия от бездеятельности является активным процессом и развивается при участии сигналов, проводимых по передним корешкам соматического нерва. Целью настоящего исследования было подтверждение описанного выше феномена и исследование предполагаемых нейротрофических механизмов. Эксперимент был проведен на кроликах калифорнийской породы в возрасте двух месяцев. Денервация устраняла морфологические признаки атрофии и дегенерации тенотомированной m. soleus кролика на 11-й день воздействия, предотвращала гибель и деградацию мышечных волокон, а также рост соединительной ткани. Колхицин при тенотомии действовал аналогично денервации (10 мМ раствор наносили на седалищный нерв на 10 мин), но дегенеративные изменения оставались более выраженными. Денервация или применение колхицина при тенотомии предотвращала снижение площади поперечного сечения быстрых волокон, поддерживая ее на уровне интактного контроля. Денервацией или применением колхицина в m. soleus предотвращался вызванный тенотомией рост экспрессии рецепторов к нейротрофическим факторам (TrkB, TrkС) и изменялась экспрессия некоторых нейротрофинов. При денервации на фоне тенотомии мРНК TrkB снижалась в 3.4 раза (p < 0.05), TrkC — в 3.2 раза (p < 0.01) по сравнению с тенотомированной контралатеральной конечностью, при применении колхицина — в 3.6 (p < 0.01) и 2.9 (p < 0.05) раза соответственно.

https://doi.org/10.1134/S0869813918120099
PDF

Литература

Волков Е. М., Полетаев Г. И. Влияние денервации и возможные механизмы нейротрофического контроля хемочувствительной и электрогенной мембран скелетных мышечных волокон. Успехи физиол. наук. 13(3): 9—30. 1982. [Volkov E. M., Poletaev G. I. Effect of denervation and possible mechanisms of neurotrophic control of chemosensitive and electrogenic membranes of skeletal muscle fibers. Succesю Physiol. Sci. 13(3): 9—30. 1982. (In Russ.)].

Гинецинский А. Г., Барбашова З. И., Гинецинская Т. А., Шамарина Н. М. Значение нервного фактора в атрофии от бездеятельности. Тр. Физиол. ин-та. 1 : 44—51. 1945. [Ginetsinsky A. G., Barbashova Z. I., Ginetsinskaya T. A., Shamarina N. M. The role of the nervous factor in atrophy from inactivity. Proc. Physiol. Institute. 1 : 44—51. 1945. (In Russ.)].

Исламов Р. Р., Валиуллин В. В. Нервная регуляция пластичности скелетной мышцы. Неврологический вестник им. В.М. Бехтерева. 46(3): 56—64. 2014. [Islamov R. R., Valiullin V. V. Nervous regulation of skeletal muscle plasticity. Neurol. Herald. J. Them. V. M. Bechterew. 46(3): 56—64. 2014. (In Russ.)].

Лейбсон Р. Г. Бюл. эксперим. биологии и медицины. 7: 522. 1939. [Leibson R. Bull. Exp. Biol. Med. 7: 522. 1939. (In Russ.)].

Лейбсон Р. Г. Изв. АН СССР. Сер. биол.7 : 25. 1943. [Leibson R. Proc. Acad. Sci. USSR. Ser. Biol. 7: 25. 1943. (In Russ.)] — цит. по: [2].

Улумбеков Э. Г., Резвяк Н. П. Нервный контроль структурно-функциональной организации мышцы. Л. Наука. 1980. [Ulumbekov E. G., Rezvyak N. P. Nervnyy kontrol strukturno-funktsionalnoy organizatsii myshtsy. L. Nauka. 1980). Ulumbekov E. G., Rezvyak N. P. Nervous control of the structural and functional organization of the muscle. L. Science. 1980].

Иоффе М. Е. Кортико-спинальные механизмы инструментальных двигательных реакций. М. Наука, 1975. [(Ioffe M. E. Kortiko-spinalnyye mekhanizmy instrumentalnykh dvigatelnykh reaktsiy. M. Nauka. 1975). Ioffe M. E. Cortico-spinal mechanisms of instrumental motor reactions. M. Science. 1975].

Коц Я. М. Организация произвольного движения: нейрофизиологические механизмы. М. Наука, 1975. [Kots Ya. M. The organization of voluntary movement: neurophysiological mechanisms. M. Science. 1975].

Baltina T. V., Eremeev A. A., Pleshchinskii I. N. The state of the contralateral neuromotor apparatus of the rat in conditions of unilateral tenotomy. Neurosci. Behav. Physiol. 36 (4). 385—389. 2006.

Bolster D. R., Crozier S. J., Kimball S. R., Jefferson L. S. AMP-activated protein kinase suppresses protein synthesis in rat skeletal muscle through down-regulated mammalian target of rapamycin (mTOR) signaling. J. Biol. Chem. 277(27): 23 977—23 980. 2002.

Buller A. J., Lewis D. M. Some observations on the effects of tenotomy in the rabbit. J. Physiol. 178: 326—342. 1965.

Carrasco D. I., English A. W. Neurotrophin 4/5 is required for the normal development of the slow muscle fiber phenotype in the rat soleus. J. Exp. Biol. 206(13): 2191—2200. 2003.

Eremeev A. A., Baltina T. V., Eremeev A. M., Zefirov T. L. Motor function disturbances: contralateral effects. Bull. Exp. Biol. Med. 2014. 158(1): 1—3. 2014.

Gao Y., Arfat Y., Wang H., Goswami N. Muscle Atrophy Induced by Mechanical Unloading: Mechanisms and potential countermeasures. Rev. Front Physiol. 20 (9): 235. 2018.

Elder G. C., Toner L. V. Muscle shortening induced by tenotomy does not reduce activity levels in rat soleus. J. Physiol. 512(1): 251—265. 1998.

Gerren R. A., Luttges M. W. Functional changes in undamaged sciatic nerves and spinal cord of mice following nerve damage. Exp Neurol. 65(3): 587—607. 1979.

Hnik P. The effect of deafferentation upon muscle atrophy due to tenotomy in rats. Physiol. Bohemoslov. 13: 209—215. 1964.

Jamali A. A., Afshar P., Abrams R. A., Lieber R. L. Skeletal muscle response to tenotomy. Rev. Muscle Nerve. 23: 851—862. 2000.

Karpati G., Carpenter S., Eisen A. Experimental core-like lesions and nemaline rods. A correlative, morphological and physiological study. Archives Neurol. 27: 237—251. 1972.

Kimura N., Tokunaga C., Dalal S., Richardson C., Yoshino K., Hara K., Kemp B. E., Witters L. A., Mimura O., Yonezawa K. A possible linkage between AMP-activated protein kinase (AMPK) and mammalian target of rapamycin (mTOR) signalling pathway. J. Biol. Chem. 277(27): 23 977—23 980. 2002.

Magladery J. W., McDougal D. B., jr. Electrophysiological studies of nerve and reflex activity in normal man. I. Identification of certain reflexes in the electromyogram and the conduction velocity of peripheral nerve fibers. Bull. Johns Hopkins Hosp. 86(5): 265—290. 1950.

McLachlan E. M. Rapid atrophy of mouse soleus muscles after tenotomy depends on an intact innervation. Neurosci. Lett. 25(3): 269—274. 1981.

McMinn R. M. H., Vrbovа G. Morphological changes in red and pale muscles following Tenotomy. Nature. 195: 509. 1962.

Menendez J. A., Cubas S. C. Changes in contralateral protein metabolism following unilateral sciatic nerve section. J. Neurobiol. 21(2): 303—312. 1990.

Mousavi K., Jasmin B. J. BDNF is expressed in skeletal muscle satellite cells and inhibits myogenic differentiation. J. Neurosci. 26(21): 5739—5749. 2006.

Nelson P. G. Functional consequences of tenotomy in hindlimb muscles of the cat. J. Physiol. 201(2): 321—333. 1969.

Pedersen B. K., Pedersen M., Krabbe K. S., Bruunsgaard H., Matthews V. B., Febbraio M. A. Role of exercise-induced brain-derived neurotrophic factor production in the regulation of energy homeostasis in mammals. Rev. Exp. Physiol. 94(12): 1153—1160. 2009.

Vilchinskaya N. A., Mochalova E. P., Nemirovskaya T. L., Mirzoev T. M., Turtikova O. V., Shenkman B. S. Rapid decline in MyHC I(b) mRNA expression in rat soleus during hindlimb unloading is associated with AMPK dephosphorylation. J. Physiol. 595(23): 7123—7134. 2017.

Simon M., Terenghi G., Green C. J., Coulton G. R. Differential effects of NT-3 on reinnervation of the fast extensor digitorum longus (EDL) and the slow soleus muscle of rat. Eur. J. Neurosci. 12(3): 863—871. 2000.

Sterne G. D., Coulton G. R., Brown R. A., Green C. J., Terenghi G. Neurotrophin-3-enhanced nerve regeneration selectively improves recovery of muscle fibers expressing myosin heavy chains 2b. J. Cell Biol. 139(3): 709—715. 1997.

Talesara C. L., Jasra P. K. Modifications in the histochemical and biochemical changes in tenotomized rat soleus by denervation. Pflьgers Arch. 407(2): 178—181. 1986.

Vrbova G. The effect of tenotomy on the speed of contraction of fast and slow mammalian muscles. J. Physiol. 161: 25. 1963.