ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МЕХАНИЗМОВ УГНЕТЕНИЯ КВАНТОВОГО ВЫДЕЛЕНИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА ПРИ АКТИВАЦИИ ВАНИЛЛОИДНЫХ (TRPV1) И ПУРИНОВЫХ РЕЦЕПТОРОВ В НЕРВНО-МЫШЕЧНОМ СИНАПСЕ МЫШИ
PDF

Ключевые слова

нервно-мышечный синапс
ацетилхолин
TRPV1-рецептор
кальциевый транзиент
АТФ
нейросекреция

Как цитировать

Архипов, А. Ю., Жиляков, Н. В., Маломуж, А. И., & Самигуллин, Д. В. (2021). ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МЕХАНИЗМОВ УГНЕТЕНИЯ КВАНТОВОГО ВЫДЕЛЕНИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА ПРИ АКТИВАЦИИ ВАНИЛЛОИДНЫХ (TRPV1) И ПУРИНОВЫХ РЕЦЕПТОРОВ В НЕРВНО-МЫШЕЧНОМ СИНАПСЕ МЫШИ. Российский физиологический журнал им. И. М. Сеченова, 107(4-5), 647–660. https://doi.org/10.31857/S0869813921040038

Аннотация

Основной целью исследования стало изучение взаимосвязи между сигнальными путями регуляции квантового выделения ацетилхолина (АХ) в периферическом синапсе, которые инициируются активацией ваниллоидных и пуриновых рецепторов.

В электрофизиологических экспериментах, проведённых на нервно-мышечном синапсе m. Levator Auris Longus мыши, было установлено, что частота миниатюрных потенциалов концевой пластинки (мПКП) и квантовый состав потенциалов концевой пластинки (ПКП) уменьшаются в присутствии агониста ваниллоидных рецепторов (TRPV1) капсаицина. Данный эффект полностью устранялся соединением SB366791, специфическим конкурентным антагонистом TRPV1-рецепторов. АТФ, так же как и капсаицин, снижал частоту мПКП и квантовый состав ПКП. На фоне антагониста TRPV1 угнетающий эффект АТФ на секрецию АХ реализовывался в полном объёме. В то же время на фоне активации TRPV1-каналов капсаицином действие АТФ как на спонтанную, так и на вызванную секрецию АХ отсутствовало. Было сделано предположение, что в основе механизмов действия АТФ и капсаицина может лежать изменение входа Са2+ в нервное окончание. Для проверки этой гипотезы были проведены эксперименты по оценке изменений пресинаптического уровня кальция (Са2+-транзиента) при помощи флуоресцентного кальциевого красителя при стимуляции нерва. Амплитуда Са2+-транзиента не изменялась ни при аппликации АТФ, ни при добавлении капсаицина.

Таким образом, в нервно-мышечном синапсе млекопитающих, наряду с пуринергическим путём регуляции АХ, имеет место и механизм модуляции нейросекреции, опосредованный активацией TRPV1-каналов. Запуск этих механизмов приводит к угнетению процессов как спонтанного, так и вызванного выделения квантов АХ из двигательного нервного окончания. Оба пути регуляции не сопровождаются изменением Са2+-транзиента, но имеют общее звено в регуляции квантового выброса медиатора.

https://doi.org/10.31857/S0869813921040038
PDF

Литература

Fagerlund MJ, Eriksson LI (2009) Current concepts in neuromuscular transmission. Br J Anaesth 103:108–114. https://doi.org/10.1093/bja/aep150

Petrov KA, Nikolsky EE, Masson P (2018) Autoregulation of acetylcholine release and micro-pharmacodynamic mechanisms at neuromuscular junction: Selective acetylcholinesterase inhibitors for therapy of myasthenic syndromes. Front Pharmacol 9:1–8. https://doi.org/10.3389/fphar.2018.00766

Kilbinger H (1996) Modulation of acetylcholine release by nitric oxide. Prog Brain Res 109:219–224. https://doi.org/10.1016/s0079-6123(08)62105-6

Datar P, Srivastava S, Coutinho E, Govil G (2005) Substance P: Structure, Function, and Therapeutics. Curr Top Med Chem 4:75–103. https://doi.org/10.2174/1568026043451636

Pinard A, Lévesque S, Vallée J, Robitaille R (2003) Glutamatergic modulation of synaptic plasticity at a PNS vertebrate cholinergic synapse. Eur J Neurosci 18:3241–3250 . https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2003.03028.x

Malomouzh AI, Nikolsky EE, Lieberman EM, Sherman JA, Lubischer JL, Grossfeld RM, Urazaev AK (2005) Effect of N-acetylaspartylglutamate (NAAG) on non-quantal and spontaneous quantal release of acetylcholine at the neuromuscular synapse of rat. J Neurochem 94:257–267. https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2005.03194.x

Ribeiro JA, Cunha RA, Correia-de-Sa P, Sebastiao AM (1996) Purinergic regulation of acetylcholine release. Prog Brain Res 109:231–241. https://doi.org/10.1016/s0079-6123(08)62107-x

Burnstock G (2007) Physiology and pathophysiology of purinergic neurotransmission. Physiol Rev 87:659–797. https://doi.org/10.1152/physrev.00043.2006

Surprenant A, North RA (2009) Signaling at purinergic P2X receptors. Annu Rev Physiol 71:333–359. https://doi.org/10.1146/annurev.physiol.70.113006.100630

Grishin S, Shakirzyanova A, Giniatullin A, Afzalov R, Giniatullin R (2005) Mechanisms of ATP action on motor nerve terminals at the frog neuromuscular junction. Eur J Neurosci 21:1271–1279. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2005.03976.x

Ginsborg BL, Hirst GDS (1972) The effect of adenosine on the release of the transmitter from the phrenic nerve of the rat. J Physiol 224:629–645. https://doi.org/10.1113/jphysiol.1972.sp009916

Khaziev EF, Samigullin DV, Tsentsevitsky AN, Bukharaeva EA, Nikolsky EE (2018) ATP Reduces the Entry of Calcium Ions into the Nerve Ending by Blocking L-type Calcium Channels. Acta Naturae 10:93–96. https://doi.org/10.32607/20758251-2018-10-2-93-96

Tominaga M, Wada M, Masu M (2001) Potentiation of capsaicin receptor activity by metabotropic ATP receptors as a possible mechanism for ATP-evoked pain and hyperalgesia. Proc Natl Acad Sci U S A 98:6951–695. https://doi.org/10.1073/pnas.111025298

Morales-Lázaro Sara L., Simon Sidney A., Rosenbaum T (2013) The role of endogenous molecules in modulating pain through TRPV1. J Physiol 591:3109–3121. https://doi.org/10.1113/jphysiol.201

Lishko PV., Procko E, Jin X, Phelps CB, Gaudet R (2007) The Ankyrin Repeats of TRPV1 Bind Multiple Ligands and Modulate Channel Sensitivity. Neuron 54:905–918. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2007.05.027

Fernández-Carvajal A, Fernández-Ballester G, Devesa I, González-Ros JM, Ferrer-Montiel (2011) New strategies to develop novel pain therapies: Addressing thermoreceptors from different points of view. Pharmaceuticals 5:16–48. https://doi.org/10.3390/ph5010016

Thyagarajan B, Krivitskaya N, Potian JG, Hognason K, Garcia CC, McArdle JJ (2009) Capsaicin protects mouse neuromuscular junctions from the neuroparalytic effects of botulinum neurotoxin. J Pharmacol Exp Ther 331:361–371. https://doi.org/10.1124/jpet.109.156901

Thyagarajan B, Potian JG, Baskaran P, McArdle JJ (2014) Capsaicin modulates acetylcholine release at the myoneural junction. Eur J Pharmacol 744:211–219. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2014.09.044

Martin AR (1976) The effect of membrane capacitance on non-linear summation of synaptic potentials. J Theor Biol 59:179–187. https://doi.org/10.1016/S0022-5193(76)80031-8

Samigullin DV., Khaziev EF, Zhilyakov NV., Sudakov IA, Bukharaeva EA, Nikolsky EE (2017) Calcium Transient Registration in Response to Single Stimulation and During Train of Pulses in Mouse Neuromuscular Junction. Bionanoscience 7:162–166. https://doi.org/10.1007/s12668-016-0318-6

De Lorenzo S, Veggetti M, Muchnik S, Losavio A (2006) Presynaptic inhibition of spontaneous acetylcholine release mediated by P2Y receptors at the mouse neuromuscular junction. Neuroscience 142:71–85. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2006.05.062

Galkin AV., Giniatullin RA, Mukhtarov MR, Švandová I, Grishin SN, Vyskočil F (2001) ATP but not adenosine inhibits nonquantal acetylcholine release at the mouse neuromuscular junction. Eur J Neurosci 13:2047–2053. https://doi.org/10.1046/j.0953-816X.2001.01582.x

Augustine GJ (2001) How does calcium trigger neurotransmitter release? Curr Opin Neurobiol 11:320–326. https://doi.org/10.1016/S0959-4388(00)00214-2

Caterina MJ, Schumacher MA, Tominaga M, Rosen TA, Levine JD, Julius D (1997) The capsaicin receptor: A heat-activated ion channel in the pain pathway. Nature 389:816–824. https://doi.org/10.1038/39807

Samigullin DV., Zhilyakov NV., Khaziev EF, Bukharaeva EA, Nikolsky EE (2018) Calcium Transient and Quantal Release in Mouse Neuromuscular Junction Under Extracellular Calcium Concentration Change. Bionanoscience 8:984–987. https://doi.org/10.1007/s12668-018-0558-8

Ziganshin AU, Khairullin AE, Hoyle CHV, Grishin SN (2020) Modulatory roles of ATP and adenosine in cholinergic neuromuscular transmission. Int J Mol Sci 21:1–15. https://doi.org/10.3390/ijms21176423

Voss AA (2009) Extracellular ATP inhibits chloride channels in mature mammalian skeletal muscle by activating P2Y1 receptors. J Physiol 587:5739–5752. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2009.179275

Gaydukov AE, Melnikova SN, Balezina OP (2009) Facilitation of acetylcholine secretion in mouse motor synapses caused by calcium release from depots upon activation of L-type calcium channels. Bull Exp Biol Med 148:163–166. https://doi.org/10.1007/s10517-009-0678-9

Khuzakhmetova VF, Samigullin DV., Bukharaeva EA (2014) The role of presynaptic ryanodine receptors in regulation of the kinetics of the acetylcholine quantal release in the mouse neuromuscular junction. Biochem Suppl Ser A Membr Cell Biol 8:144–152. https://doi.org/10.1134/S199074781305005X

Filippov AK, Brown DA, Barnard EA (2000) The P2Y1 receptor closes the N-type Ca2+ channel in neurones, with both adenosine triphosphates and diphosphates as potent agonists. Br J Pharmacol 129:1063–1066. https://doi.org/10.1038/sj.bjp.0703185

Marshall ICB, Owen DE, Cripps TV, Davis JB, McNulty S, Smart D (2003) Activation of vanilloid receptor 1 by resiniferatoxin mobilizes calcium from inositol 1,4,5-trisphosphate-sensitive stores. Br J Pharmacol 138:172–176. https://doi.org/10.1038/sj.bjp.0705003

Tarasova EO, Gaydukov AE, Balezina OP (2018) Calcineurin and Its Role in Synaptic Transmission. Biochem 83:674–689. https://doi.org/10.1134/S0006297918060056

Ando K, Kudo Y, Aoyagi K, Ishikawa R, Igarashi M, Takahashi M (2013) Calmodulin-dependent regulation of neurotransmitter release differs in subsets of neuronal cells. Brain Res 1535:1–13. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2013.08.018

Zhang Z, Nguyen KT, Barrett EF, David G (2010) Vesicular ATPase Inserted into the Plasma Membrane of Motor Terminals by Exocytosis Alkalinizes Cytosolic pH and Facilitates Endocytosis. Neuron 68:1097–1108. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2010.11.035

Rodrigues AZC, Wang ZM, Messi ML, Delbono O (2019) Sympathomimetics regulate neuromuscular junction transmission through TRPV1, P/Q- and N-type Ca 2+ channels. Mol Cell Neurosci 95:59–70. https://doi.org/10.1016/j.mcn.2019.01.007